Akvaristika

Drozofila – živá potrava pre akvaristov aj pre teraristov

Hits: 16913

Drozofily sú malé mušky, s ktorými sa podobne ako s komárom piskľavým stretol určite každý z vás. Kto by nepoznal drobné mušky, ktoré sa objavia pri ovocí, pri hrozne, kde zelenina kvasí, kysne, rozkladá sa. Drosophila melanogaster – octomilka, octová muška, ovocná muška je snáď organizmus, ktorý najviac využili a poznali biológovia, lekári celého sveta. Je ochotná sa v zajatí ľahko množiť, má rýchly reprodukčný cyklus. Génoví inžinieri sa na tejto malej muške doslova vyhrali, a výskum pokračuje ďalej. Obrazne sa dá povedať, že je to taký pokusný králik. Okrem toho je Drosophila funebris a Drosophila hydei. Novák uvádza zlatú formu s bielymi očami, tureckú – afgánsku formu, druh Drosophila buzzatii, D. muelleri. Obsahujú v sušine 51 % bielkovín, 36 % tukov, veľmi malé množstvo sacharidov, 5 % minerálnych látok. Obsah cca 61 % (Novák). Drozofily sú krmivom nielen pre , ale aj pre a plazy. Anglicky hovoriaci svet ju pozná pod pomenovaním fruit fly, prípadne vinegar fly.

Akvaristi, napokon aj teraristi najradšej využívajú tzv. bezkrídlu formu – vestigial – antlered – strap formu. Táto vypestovaná forma krídla má, len nevie lietať, krídla má značne zakrpatené. Ak chováme násadu, dbajme na to, aby sa nám do nej nezaplietla divoká forma, pretože genetická informácia prírody vykazuje silnú dominanciu, a jediný organizmus dokáže „naučiť“ lietať celú populáciu. Ak nemáme inú možnosť, môžeme chovať aj divoké drozofily. Stačí nechať na istý nejaké ovocie napospas osudu, ideálne je ho mechanicky narušiť, a mušky v lete takpovediac priletia samé. Potom ich stačí pochytať a uzavrieť, zabezpečiť prísun potravy. Problém však nastane, ak ich chceme skŕmiť. Keď totiž otvoríme uzáver, mušky za normálnych okolností vyletia. Riešenie existuje – stačí ich omráčiť chladom, napr. z chladničky.


Drosophila flies are small flies that everyone has likely encountered, much like the common mosquito. Who wouldn’t recognize the tiny flies that appear near fruit, grapes, where vegetables ferment, sour, decompose? Drosophila melanogaster – the vinegar fly, fruit fly, is perhaps the organism most widely used and known by biologists, doctors worldwide. It’s willing to breed easily in captivity, with a rapid reproductive cycle. Genetic engineers have literally triumphed with this small fly, and research continues. Figuratively speaking, it’s like a test rabbit. In addition, there are Drosophila funebris and Drosophila hydei. Novák mentions the golden form with white eyes, the Turkish – Afghan form, the species Drosophila buzzatii, D. muelleri. They contain 51% protein, 36% fat, very small amounts of carbohydrates, 5% minerals in dry weight. Water content is about 61% (Novák). Drosophila serve as food not only for fish but also for birds and reptiles. The English-speaking world knows it as the fruit fly or vinegar fly.

Aquarists, and finally terrarists, prefer to use the so-called wingless form – vestigial – antlered – strap form. This cultivated form of the wing cannot fly, as its wings are significantly stunted. If we are breeding a colony, we must ensure that the wild form does not get mixed in, as nature’s genetic information shows strong dominance, and only one organism can „teach“ the entire population to fly. If we have no other option, we can also keep wild Drosophila. It is enough to leave some fruit exposed for some time, ideally mechanically disturbing it, and the flies will literally fly in during the summer. Then it’s enough to catch and contain them, providing a food source. However, a problem arises if we want to feed them. When we open the container, the flies will normally fly out. There is a solution – just stun them with cold, for example, from the refrigerator.


Drosophila sind kleine Fliegen, die jeder von uns sicherlich schon einmal getroffen hat, ähnlich wie die gewöhnliche Stechmücke. Wer würde die winzigen Fliegen nicht erkennen, die in der Nähe von Obst, Trauben, wo Gemüse gärt, sauer wird, verrottet? Drosophila melanogaster – die Essigfliege, die Fruchtfliege – ist vielleicht das am weitesten verbreitete und bekannteste Organismus von Biologen und Ärzten weltweit. Sie ist bereit, sich leicht in Gefangenschaft zu vermehren, mit einem schnellen Fortpflanzungszyklus. Genetiker haben mit dieser kleinen Fliege buchstäblich triumphiert, und die Forschung geht weiter. Im übertragenen Sinne ist es wie ein Versuchskaninchen. Darüber hinaus gibt es Drosophila funebris und Drosophila hydei. Novák erwähnt die goldene Form mit weißen Augen, die türkisch-afghanische Form, die Arten Drosophila buzzatii, D. muelleri. Sie enthalten 51% Protein, 36% Fett, sehr geringe Mengen Kohlenhydrate, 5% Mineralien im Trockengewicht. Der Wassergehalt beträgt ca. 61% (Novák). Drosophila dienen nicht nur als Nahrung für Fische, sondern auch für Vögel und Reptilien. Die englischsprachige Welt kennt sie als Fruchtfliege oder Essigfliege.

Aquarianer und schließlich Terrarianer verwenden am liebsten die sogenannte flügellose Form – rudimentär – geweihartig – Riemenform. Diese gezüchtete Form der Flügel kann nicht fliegen, da ihre Flügel erheblich verkümmert sind. Wenn wir eine Kolonie züchten, müssen wir sicherstellen, dass sich keine wilden Formen vermischen, da die genetischen Informationen der Natur eine starke Dominanz zeigen und nur ein Organismus der gesamten Population beibringen kann, zu fliegen. Wenn wir keine andere Möglichkeit haben, können wir auch wilde Drosophila halten. Es reicht aus, einige Zeit lang etwas Obst freizulegen, idealerweise es mechanisch zu stören, und die Fliegen fliegen im Sommer buchstäblich hinein. Dann reicht es aus, sie zu fangen und zu halten und eine Nahrungsquelle bereitzustellen. Ein Problem entsteht jedoch, wenn wir sie füttern wollen. Wenn wir den Behälter öffnen, fliegen die Fliegen normalerweise heraus. Es gibt eine Lösung – einfach mit Kälte betäuben, zum Beispiel aus dem Kühlschrank.


Návod na drozofíl

Do hrnca nasypeme strúhanku, cukor, ovsené vločky (najlepšie mleté), krupicu, prípadne múku alebo trochu zlatého klasu. Odporúčam viac ovsených vločiek, múčnych surovín naopak menej. Múka môže byť aj hladká, polohrubá, hrubá aj krupicová. Túto zmes na sucho poriadne premiešame. Potom pridáme vodu, asi 4 násobne v objeme viac ako sme mali tuhých zložiek a dôkladne zmes premiešame. Zmes zohrievame sa častého miešania. Nie je nutné, aby zmes zovrela, ide len o to, aby stuhla. Keď je zmes dostatočne tuhá (doslova sa neleje), hrniec môžeme odstaviť. Počas varenia si môžeme pripraviť kvasnice. Používam mrazené droždie, z ktorého odrežem kúsok a vymiešam ho v studenej, alebo vlažnej vode. Zmes pripravujem v mikrovlnke. Všetko premiešam, dám do mikrovlnky na dvadsať minút. Po skončení premiešam. Výhody sú zjavné. Nič sa nepripáli a dvadsať minút sa môžem venovať niečomu inému. Varenú zmes nechám vychladnúť, minimálne dovtedy, kým neviem na ňom udržať bez ťažkostí ruku. Urýchliť chladenie  môžeme postavením hrnca do studenej vody.. Keď je už kaša dostatočne vychladnutá, vlejem do nej pripravené kvasnice z vodou a poriadne premiešam. Ideálne je nechať kvasnice 12 hodín v pokoji pôsobiť. Môžeme použiť aj ocot, ktorý som pridával spolu s kvasnicami v malom množstve. Ocot je lákadlo pre mušky a kvasnice sú účinná zbraň voči plesniam. 

Túto pripravenú zmes potom nakladám to plastových pohárov, napr. do odrezaných PET fliaš. Stačí dvojcentimetrová vrstva. Potom odtrhnem kúsok toaletného papiera, zožmolím a hodím na kašu. Toaletný papier slúži na to, aby mušky mali na ňom oddychový priestor, nie je však nutný. Nesmie celkom prekryť kašu. Potom už zo zabehnutej kultúry preočkujem mušky – vysypem minimálne 30 jedincov do novej násady. Zakryjem servítkou, alebo látkou, uzavriem dvoma gumičkami. Mušky sa rýchlo rozmnožujú, jedna samička má 50 – 70 potomkov, a reprodukčný cyklus za normálnych podmienok, pri izbovej teplote, trvá 12-16 dní. Tak je to u D. melanogaster. D. hydei ma cyklus zhruba 24 dní. Mušky vydržia priemerne tri mesiace, potom napriek kvasniciam predsa len splesnivejú. Substrát niekedy vyschne, inokedy sa premočí. Ak je suchý, stačí doňho naliať vodu. Stáva sa niekedy, že kaša je niekedy príliš tekutá, vtedy pomôže viac toaletného papiera, ktorý vsiakne vlhkosť. To, či je kaša príliš mokrá je vidno aj podľa toho, že larvy viac vyliezajú hore. V extrémnych prípadoch sa larvy prehryzú cez servítku. Ak sú mušky hladné, tak sú menšie – často sa to stáva vtedy, ak je málo substrátu, alebo ak je vysušený. Vtedy treba buď kultúru pokropiť, alebo mušky presypať do novej, resp. správnej násady. Niektorí teraristi mušky prikrmujú, pretože sú pre ne príliš malé.

Ak vidíme známky plesne v muškách do dvoch týždňov od založenia, tak hľadajme najprv chybu. Takáto pleseň nie je v poriadku, radšej mušky vyhoďme, alebo opatrne presypme do inej kultúry. Existuje možnosť, že by sa do mušiek dostal roztoč, mne sa to však za celé roky nikdy nestalo. Ak by sa vám to stalo, mušky skŕmte a kultúru vyhoďte. Na chov použite zdravú kultúru. Chov mušiek každopádne vyžaduje skúsenosti a starostlivosť. Je zaujímavé, že každé leto, keď sa veľmi oteplí na dlhšiu dobu, to znamená nad 32 °C, tak dva týždne potom sa mi spontánne objavia jedince vo viacerých násadách, ktoré majú veľké krídla. Zhruba u štvrtiny populácie. Keď sa ochladí, mušky získajú naspäť svoju podobu. Opakuje sa mi to každý rok, obyčajne okolo 20. júla, kedy stúpajú teploty ku štyridsiatke. Predpokladám, že ide o adaptačný proces, kedy sú mušky pod veľkým biologickým tlakom vplyvom abiotického faktora.


Instructions for breeding Drosophila

In a pot, mix breadcrumbs, sugar, ground oats (preferably ground), semolina, or a bit of wheat bran. I recommend more oats and less flour. The flour can be smooth, semi-coarse, coarse, or semolina. Thoroughly mix these dry ingredients. Then add water, about 4 times the volume of the dry ingredients, and mix the mixture thoroughly. Heat the mixture while stirring frequently. It’s not necessary for the mixture to boil; it just needs to solidify. Once the mixture is sufficiently solid (literally not flowing), you can remove the pot from the heat. While cooking, you can prepare the yeast. I use frozen yeast, from which I cut off a piece and mix it in cold or lukewarm water. I prepare the mixture in the microwave. I mix everything, put it in the microwave for twenty minutes. After finishing, I stir again. The advantages are obvious. Nothing burns, and for twenty minutes, I can focus on something else. I let the cooked mixture cool, at least until I can touch it without difficulty. We can speed up the cooling process by placing the pot in cold water. When the porridge has sufficiently cooled, I pour in the prepared yeast with water and mix thoroughly. Ideally, let the yeast sit for 12 hours at rest. We can also use vinegar, which I added together with the yeast in a small amount. Vinegar is an attractant for flies, and yeast is an effective weapon against mold.

I then load this prepared mixture into plastic cups, for example, into cut PET bottles. A two-centimeter layer is enough. Then I tear off a piece of toilet paper, crumple it, and throw it on the porridge. Toilet paper serves to provide resting space for the flies but is not necessary. It must not completely cover the porridge. Then, from a established culture, I transfer the flies – I pour at least 30 individuals into a new culture. I cover it with a napkin or cloth and seal it with two rubber bands. Flies reproduce quickly; one female has 50 – 70 offspring, and the reproductive cycle, under normal conditions, at room temperature, takes 12-16 days. That’s the case with D. melanogaster. D. hydei has a cycle of about 24 days. Flies survive for an average of three months, then despite the yeast, they still mold. Sometimes the substrate dries out; other times it gets too wet. If it’s dry, just add water. Sometimes the porridge is too liquid, then more toilet paper helps absorb moisture. Whether the porridge is too wet can also be seen by the fact that larvae climb up more. In extreme cases, the larvae can chew through the napkin. If the flies are hungry, they are smaller – this often happens when there is too little substrate or when it is dried out. In that case, sprinkle the culture with water or transfer the flies to a new or proper culture. Some terrarists feed the flies because they are too small for them.

If we see signs of mold in the flies within two weeks of starting, let’s first look for the error. Such mold is not okay; it’s better to throw away the flies or carefully transfer them to another culture. There is a possibility that mites could get into the flies, but that has never happened to me in all these years. If it does happen to you, feed the flies and throw away the culture. Use a healthy culture for breeding. Breeding flies requires experience and care. It’s interesting that every summer, when it gets very warm for a long time, meaning above 32 °C, then two weeks later, individuals with large wings spontaneously appear in several cultures, about a quarter of the population. When it cools down, the flies regain their normal appearance. This happens to me every year, usually around July 20, when temperatures rise to forty degrees. I assume it’s an adaptation process when the flies are under great biological pressure due to an abiotic factor.


Anleitung zur Zucht von Fruchtfliegen:

In einem Topf vermische ich Semmelbrösel, Zucker, gemahlenen Hafer (am besten gemahlen), Grieß oder etwas Weizenkleie. Ich empfehle mehr Hafer und weniger Mehl. Das Mehl kann glatt, halbgrob, grob oder Grieß sein. Diese trockenen Zutaten gründlich mischen. Dann füge ich Wasser hinzu, etwa das 4-fache Volumen der trockenen Zutaten, und mische die Mischung gründlich. Erhitze die Mischung unter häufigem Rühren. Es ist nicht notwendig, dass die Mischung kocht; sie muss nur fest werden. Sobald die Mischung ausreichend fest ist (buchstäblich nicht fließt), kann ich den Topf vom Herd nehmen. Während des Kochens kann ich die Hefe vorbereiten. Ich verwende gefrorene Hefe, von der ich ein Stück abschneide und in kaltem oder lauwarmem Wasser auflöse. Ich bereite die Mischung in der Mikrowelle zu. Ich mische alles, gebe es für zwanzig Minuten in die Mikrowelle. Nach dem Ende rühre ich noch einmal um. Die Vorteile liegen auf der Hand. Nichts verbrennt, und zwanzig Minuten lang kann ich mich auf etwas anderes konzentrieren. Ich lasse die gekochte Mischung abkühlen, zumindest bis ich sie berühren kann, ohne Schwierigkeiten zu haben. Wir können den Kühlprozess beschleunigen, indem wir den Topf in kaltes Wasser stellen. Wenn der Brei ausreichend abgekühlt ist, gebe ich die vorbereitete Hefe mit Wasser hinein und mische gründlich. Ideal ist es, die Hefe 12 Stunden ruhen zu lassen. Wir können auch Essig verwenden, den ich zusammen mit der Hefe in geringer Menge zugebe. Essig ist ein Lockmittel für Fliegen, und Hefe ist eine effektive Waffe gegen Schimmel.

Dann fülle ich diese vorbereitete Mischung in Plastikbecher, zum Beispiel in abgeschnittene PET-Flaschen. Eine zwei Zentimeter dicke Schicht reicht aus. Dann reiße ich ein Stück Toilettenpapier ab, knülle es zusammen und werfe es auf den Brei. Toilettenpapier dient als Ruheplatz für die Fliegen, ist aber nicht notwendig. Es darf den Brei nicht vollständig bedecken. Dann übertrage ich aus einer etablierten Kultur die Fliegen – ich gieße mindestens 30 Individuen in eine neue Kultur. Ich decke sie mit einem Servietten oder einem Tuch ab und versiegele sie mit zwei Gummibändern. Fliegen vermehren sich schnell; ein Weibchen hat 50 – 70 Nachkommen, und der Reproduktionszyklus dauert unter normalen Bedingungen bei Raumtemperatur 12-16 Tage. Das ist bei D. melanogaster der Fall. D. hydei hat einen Zyklus von etwa 24 Tagen. Fliegen überleben im Durchschnitt drei Monate, dann schimmeln sie trotz der Hefe immer noch. Manchmal trocknet das Substrat aus; manchmal wird es zu nass. Wenn es trocken ist, füge einfach Wasser hinzu. Manchmal ist der Brei zu flüssig, dann hilft mehr Toilettenpapier, Feuchtigkeit aufzusaugen. Ob der Brei zu nass ist, lässt sich auch daran erkennen, dass die Larven vermehrt nach oben klettern. In extremen Fällen können die Larven das Servietten durchbeißen. Wenn die Fliegen hungrig sind, sind sie kleiner – das passiert oft, wenn zu wenig Substrat vorhanden ist oder wenn es ausgetrocknet ist. In diesem Fall besprühe die Kultur mit Wasser oder übertrage die Fliegen in eine neue oder geeignete Kultur. Manche Terrarianer füttern die Fliegen, weil sie für sie zu klein sind.

Wenn wir innerhalb von zwei Wochen nach dem Start Anzeichen von Schimmel in den Fliegen sehen, sollten wir zuerst nach dem Fehler suchen. Ein solcher Schimmel ist nicht in Ordnung; es ist besser, die Fliegen wegzuwerfen oder sie vorsichtig in eine andere Kultur zu übertragen. Es besteht die Möglichkeit, dass Milben in die Fliegen gelangen, aber mir ist das in all den Jahren noch nie passiert. Wenn es dir passiert, füttere die Fliegen und wirf die Kultur weg. Verwende eine gesunde Kultur zur Zucht. Die Zucht von Fliegen erfordert Erfahrung und Sorgfalt. Interessanterweise treten jedes Jahr im Sommer, wenn es für längere Zeit sehr warm wird, also über 32 °C, zwei Wochen später spontan Individuen mit großen Flügeln in mehreren Kulturen auf, etwa ein Viertel der Population. Wenn es abkühlt, bekommen die Fliegen ihr normales Aussehen zurück. Das passiert mir jedes Jahr, normalerweise um den 20. Juli herum, wenn die Temperaturen auf vierzig Grad steigen. Ich nehme an, es handelt sich um einen Anpassungsprozess, wenn die Fliegen unter großem biologischem Druck aufgrund eines abiotischen Faktors stehen.


Kŕmenie muškami

Skrmovanie mušiek je pomerne jednoduché. Stačí mať prístup na hladinu. Násadu odgumičkujeme, servítok zahodíme, otočíme ju a buchnutím dlane vysypeme na hladinu. Aby sme zabránili prípadnému padnutiu servítka s kašou do , robíme to opatrne, a pomôcť si môžeme vsunutím jedného prstu cez otvor. Pri skrmovaní mušiek si treba všímať, či ryby mušky chytajú. Ak je to pre ryby nový druh potravy, nejaký čas môže trvať, kým ju budú akceptovať. Je samozrejme, že ak by sme chovali napr. pancierniky, tak mušky nie sú pre ne správna voľba. Ale napr. vám za mušky aj „ruky vybozkávajú“ :-). Isteže aj stres môže spôsobiť, že si ryby potravu adekvátne nevšímajú.

V prípade, že mušky dostanú čas, „nájdu“ si kraj nádrže a snažia sa dostať von z vody. Je zaujímavé, že väčšina z nich, po vyslobodení z vody, neustále „pochoduje“ po hranách bočných skiel. Pravdepodobne im voňajú ich „kamarátky“ a preto ich snaha ujsť preč nie je veľká. V prípade, že mušky ktoré sme vysypali rybám, chceme ešte použiť, opäť ich zakryjeme čistým servítkom. Rozhodnutie je na nás, podľa toho, či sa má ešte čo vyliahnuť.


Feeding the Flies

Feeding flies is relatively straightforward. You just need access to the surface. Unfasten the culture, discard the tissue, flip it over, and tap it gently with your palm to empty it onto the surface. To prevent the tissue with the paste from falling into the tank, do this carefully, and you can use one finger to help through the hole. When feeding flies, pay attention to whether the fish are catching them. If it’s a new type of food for the fish, it may take some time for them to accept it. Of course, if you were keeping, for example, armored catfish, flies wouldn’t be the right choice for them. But, for example, tetras will be very excited about flies :-). Certainly, stress can also cause fish not to pay adequate attention to food.

If the flies have time, they will „find“ their way to the edges of the tank and try to get out of the water. It’s interesting that most of them, after being freed from the water, continuously „march“ along the edges of the side glass. Presumably, they can smell their „friends,“ so their attempt to escape is not great. If we want to reuse the flies we’ve poured for the fish, cover them again with a clean tissue. The decision is up to us, depending on whether there is still something left to hatch.


Fütterung der Fliegen

Das Füttern von Fliegen ist relativ unkompliziert. Sie benötigen nur Zugang zur Oberfläche. Lösen Sie die Kultur, werfen Sie das Gewebe weg, drehen Sie es um und klopfen Sie es vorsichtig mit Ihrer Handfläche aus, um es auf die Oberfläche zu leeren. Um zu verhindern, dass das Gewebe mit dem Brei ins Becken fällt, sollten Sie dies vorsichtig tun, und Sie können einen Finger benutzen, um durch das Loch zu helfen. Achten Sie beim Füttern von Fliegen darauf, ob die Fische sie fangen. Wenn es sich um eine neue Art von Futter für die Fische handelt, kann es einige Zeit dauern, bis sie es akzeptieren. Natürlich wären Fliegen für Fische wie gepanzerte Welse keine gute Wahl. Aber zum Beispiel werden Tetras sehr begeistert von Fliegen sein :-). Sicherlich kann auch Stress dazu führen, dass Fische der Nahrung nicht angemessen Aufmerksamkeit schenken.

Wenn die Fliegen Zeit haben, werden sie „ihren“ Weg zu den Rändern des Beckens finden und versuchen, aus dem Wasser zu gelangen. Es ist interessant, dass die meisten von ihnen, nachdem sie aus dem Wasser befreit wurden, kontinuierlich entlang der Ränder des Seitenglases „marschieren“. Wahrscheinlich können sie ihre „Freunde“ riechen, sodass ihr Fluchtversuch nicht groß ist. Wenn wir die Fliegen, die wir für die Fische ausgegossen haben, wieder verwenden möchten, bedecken wir sie erneut mit einem sauberen Taschentuch. Die Entscheidung liegt bei uns, je nachdem, ob noch etwas zu schlüpfen übrig ist.


Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster

Príroda, Živočíchy, Ryby, Akvaristika, Cichlidy, Africké cichlidy, Organizmy, Fotografie

Evolúcia rodu Tropheus v jazere Tanganika

Hits: 7827

Autor príspevku: Róbert Toman / The author of the post: Róbert Toman / Autor des Beitrags: Róbert Toman / 

Mwandishi wa makala: Róbert Toman


Africké vyprodukovali ohromujúco rozličnú faunu cichlidovitých rýb. Jazero , ktorého vek sa odhaduje na 9 – 12 miliónov rokov, je najstaršie východoafrické jazero a skrýva morfologicky, geneticky a behaviorálne najrozmanitejšiu skupinu cichlidovitých rýb. Mnoho z vyše 200 popísaných druhov sa delí do geograficky a geneticky odlišných populácií, ktoré sa líšia hlavne v ich sfarbení. Najlepším príkladom tohto javu je endemický rod Tropheus, v rámci ktorého sa popísalo 6 druhov a viac ako 70 odlišne sfarbených miestnych variantov. Okrem Tropheus duboisi, je celková morfológia v tomto rode veľmi podobná. Tropheusy sa hojne vyskytujú v hornej pobrežnej zóne vo všetkých typoch skalnatých biotopov, kde sa kŕmia riasami a skrývajú sa pred predátormi. Piesočnatým a bahnitým pobrežiam, ako aj ústiam riek sa striktne vyhýbajú. Je dokázané, že Tropheusy sa nedokážu pohybovať na väčšie vzdialenosti, najmä cez voľnú vodu, ako dôsledok ich vyhranenej špecifickosti životného prostredia a vernosti k určitému miestu a teritoriality.

Tropheus je jeden z najštudovanejších rodov jazera. Etologické štúdie Tropheus moori ukázali komplexné vzory správania sa a vysoko vyvinutú sociálnu organizáciu. Neexistuje u nich vyhranený pohlavný dimorfizmus. Obe pohlavia si chránia teritórium a na rozdiel od mnohých ďalších papuľovcov, Tropheusy tvoria dočasné páry počas rozmnožovania. Vývoj ikier a plôdika prebieha výlučne v ústach samíc. Predchádzajúce fylogeografické štúdie Tropheusov demonštrovali prekvapujúco veľké genetické rozdiely medzi populáciami. Tropheus duboisi bol opísaný ako najpôvodnejšia vetva a sedem odlišných skupín vzniklo väčšinou súčasne. Šesť z nich sa vyskytuje v individuálnych pobrežných oblastiach a jedna skupina sa sekundárne rozšírila a kolonizovala skalnaté miesta v podstate po celom jazere. Údaje získané analýzou mitochondriálnej DNA (mtDNA) ukázali, že napriek všeobecne podobnej morfológii sa môže sfarbenie rýb ohromne líšiť medzi geneticky blízko príbuznými populáciami a naopak, môže byť veľmi podobné medzi geneticky veľmi vzdialenými populáciami sesterských druhov. Tieto pozorovania sa čiastočne vysvetľujú ako dôsledok paralelnej evolúcie podobných farebných vzorov v rámci prirodzeného výberu alebo ako dôsledok priestorového kontaktu medzi dvoma geneticky odlišnými populáciami po druhotnom kontakte a následnom triedení rodu, kedy sa kríženci týchto populácií a ich potomkovia spätne krížili prednostne len s členmi jednej pôvodnej populácie.


African lakes have produced an astonishingly diverse of cichlids. Lake Tanganyika, estimated to be 9-12 million years old, is the oldest East African lake and harbors the morphologically, genetically, and behaviorally most diverse group of cichlids. Many of the over 200 described species divide into geographically and genetically distinct populations that differ mainly in their coloration. The endemic genus Tropheus is a prime example of this phenomenon, with six species and over 70 differently colored local variants described within the genus. Apart from Tropheus duboisi, the overall morphology within this genus is very similar. Tropheus are abundant in the upper littoral zone in all types of rocky biotopes, where they feed on algae and seek shelter from predators. They strictly avoid sandy and muddy shores, as well as river mouths. It has been proven that Tropheus cannot move over long distances, especially through open water, due to their highly specific environmental requirements, site fidelity, and territoriality.

Tropheus is one of the most studied genera in the lake. Ethological studies of Tropheus moori revealed complex behavior patterns and highly developed social organization. There is no distinct sexual dimorphism. Both sexes defend territories, and unlike many other mouthbrooders, Tropheus form temporary pairs during breeding. The development of eggs and fry occurs exclusively in the mouths of females. Previous phylogeographic studies on Tropheus demonstrated surprisingly large genetic differences between populations. Tropheus duboisi was described as the most ancestral lineage, and seven distinct groups arose mostly simultaneously. Six of them occur in individual littoral areas, and one group secondarily colonized rocky sites throughout the lake. Data obtained from mitochondrial DNA (mtDNA) analysis showed that, despite a generally similar morphology, fish coloration can vary greatly among genetically closely related populations. Conversely, it can be very similar among genetically distant populations of sister species. These observations are partially explained as a result of parallel evolution of similar color patterns through natural selection or as a consequence of spatial contact between two genetically distinct populations following secondary contact and subsequent sorting of the genus when hybrids of these populations and their descendants selectively backcrossed with members of one original population.


Afrikanische Seen haben eine erstaunlich vielfältige Fauna von Buntbarschen hervorgebracht. Der Tanganjikasee, dessen Alter auf 9 bis 12 Millionen Jahre geschätzt wird, ist der älteste ostafrikanische See und beherbergt die morphologisch, genetisch und verhaltensmäßig vielfältigste Gruppe von Buntbarschen. Viele der über 200 beschriebenen Arten teilen sich in geografisch und genetisch unterschiedliche Populationen auf, die sich hauptsächlich in ihrer Färbung unterscheiden. Das endemische Genus Tropheus ist ein hervorragendes Beispiel für dieses Phänomen, mit sechs Arten und über 70 unterschiedlich gefärbten lokalen Varianten, die innerhalb des Genus beschrieben wurden. Abgesehen von Tropheus duboisi ist die Gesamtmorphologie innerhalb dieses Genus sehr ähnlich. Tropheus sind reichlich in der oberen Uferzone in allen Arten von felsigen Biotopen zu finden, wo sie Algen fressen und sich vor Raubtieren verstecken. Sie meiden strikt sandige und schlammige Ufer sowie Flussmündungen. Es wurde nachgewiesen, dass Tropheus sich nicht über weite Strecken bewegen können, insbesondere nicht über freies Wasser, aufgrund ihrer hochspezifischen Umweltanforderungen, der Treue zum Lebensraum und der Territorialität.

Tropheus ist eines der am besten erforschten Gattungen des Sees. Ethologische Studien an Tropheus moori zeigten komplexe Verhaltensmuster und eine hoch entwickelte soziale Organisation. Es gibt keinen ausgeprägten Geschlechtsdimorphismus. Beide Geschlechter verteidigen Territorien, und im Gegensatz zu vielen anderen Maulbrütern bilden Tropheus während der Brutzeit vorübergehende Paare. Die Entwicklung von Eiern und Jungfischen erfolgt ausschließlich im Maul der Weibchen. Frühere phylogeografische Studien zu Tropheus zeigten überraschend große genetische Unterschiede zwischen Populationen. Tropheus duboisi wurde als der ursprünglichste Stamm beschrieben, und sieben verschiedene Gruppen entstanden größtenteils gleichzeitig. Sechs davon kommen in einzelnen Ufergebieten vor, und eine Gruppe besiedelte sekundär felsige Stellen im gesamten See. Die aus der Analyse der mitochondrialen DNA (mtDNA) gewonnenen Daten zeigten, dass die Fischfärbung trotz einer im Allgemeinen ähnlichen Morphologie zwischen genetisch eng verwandten Populationen stark variieren kann. Umgekehrt kann sie zwischen genetisch entfernten Populationen von Schwesterarten sehr ähnlich sein. Diese Beobachtungen werden teilweise als Ergebnis paralleler Evolution ähnlicher Farbmuster durch natürliche Selektion oder als Folge des räumlichen Kontakts zwischen zwei genetisch unterschiedlichen Populationen nach dem sekundären Kontakt und anschließender Sortierung der Gattung erklärt, wenn Hybriden dieser Populationen und ihre Nachkommen selektiv mit Mitgliedern einer ursprünglichen Population zurückgekreuzt wurden.


Maziwa ya Kiafrika yametengeneza aina tofauti sana ya samaki wa cichlid. Ziwa Tanganyika, ambalo umri wake unakadiriwa kuwa kati ya miaka 9 hadi 12 milioni, ni ziwa la Kiafrika la Mashariki lenye kundi la samaki wa cichlid lenye tofauti kubwa kwa upande wa umbo, jenetiki, na tabia. Wengi wa spishi zaidi ya 200 zilizoelezewa zimegawanyika katika idadi tofauti za kijiografia na kijenetiki, zinazotofautiana hasa katika rangi zao. Mfano mzuri wa hii ni jenasi ya Tropheus, ambayo ina spishi 6 na zaidi ya tofauti 70 za mitaa zenye rangi tofauti. Isipokuwa Tropheus duboisi, morfolojia ya jumla katika jenasi hii ni sawa sana. Tropheus wanapatikana sana katika eneo la pwani la juu katika aina zote za makazi ya miamba, wanakula mwani, na kujificha kutoka kwa wawindaji. Wanakwepa pwani zenye mchanga na matope, pamoja na vijito. Imethibitishwa kuwa Tropheus hawawezi kusafiri umbali mrefu, haswa kupitia maji wazi, kama matokeo ya mazingira yao maalum na uaminifu kwa eneo fulani na utaifa.

Tropheus ni moja wapo ya majenasi yanayosomewa zaidi katika ziwa. Masomo ya tabia ya Tropheus moori yameonyesha mifumo mingi ya tabia na shirika kubwa la kijamii. Hakuna tofauti za kujitokeza kwa jinsia. Jinsia zote mbili zinalinda eneo lao na, tofauti na wengi wa papilota wengine, Tropheus hufanya jozi za muda wakati wa uzazi. Maendeleo ya mayai na vifaranga hufanyika kikamilifu kinywani mwa wanawake. Utafiti wa zamani wa phylogeographic wa Tropheus ulionyesha tofauti za kushangaza za kijenetiki kati ya idadi ya watu. Tropheus duboisi ilielezwa kama tawi la awali, na vikundi saba tofauti vilijitokeza kwa kiasi kikubwa wakati huo huo. Sita kati yao zinapatikana katika maeneo ya pwani ya kibinafsi, na kikundi kimoja kilitawanyika sekondari na kuvamia maeneo ya miamba karibu kote ziwa. Takwimu zilizopatikana kutoka kwa uchambuzi wa DNA ya mitokondria (mtDNA) zilionyesha kuwa, licha ya morfolojia kwa ujumla kufanana, rangi ya samaki inaweza kutofautiana sana kati ya idadi za watu zinazohusiana kijenetiki na, kinyume chake, inaweza kuwa sawa sana kati ya idadi za watu sio karibu kijenetiki za spishi ndugu. Mabadiliko haya yanaweza kueleweka kwa sehemu kama matokeo ya mageuzi sawa ya mifano ya rangi ndani ya uteuzi wa asilia au kama matokeo ya mawasiliano ya nafasi kati ya idadi mbili tofauti kijenetiki baada ya mawasiliano ya sekondari na usambazaji wa tena wa jenasi, ambapo mseto wa idadi hizi na watoto wao ulifanyika kwa kiasi kikubwa na wanachama wa idadi moja ya awali.


Historické zmeny jazera

Predpokladá sa, že rýchle formovanie veľkých druhových skupín východoafrických cichlíd spôsobujú abiotické (fyzikálne) faktory, ako geologické procesy a klimatické udalosti, ako aj biologické vlastnosti šíriacich sa organizmov. Niekoľko štúdií ukázalo, že veľké kolísanie hladiny jazera malo vážny vplyv na skalnaté prostredie a druhové spoločenstvá vo východoafrických priekopových jazerách. Jazero bolo vážne ovplyvnené zmenou na suché podnebie asi pred 1,1 miliónmi rokov, čo spôsobilo pokles hladiny asi o 650 – 700 m pod súčasnú hladinu. Potom sa jazero zväčšovalo postupne do obdobia asi pred 550 000 rokmi. Ďalší pokles hladiny nastal asi pred 390 000 až 360 000 rokmi o 360 metrov, medzi 290 000 až 260 000 rokmi o 350 m a medzi 190 000 až 170 000 rokmi to bol pokles o 250 m. V najbližšej histórii poklesla hladina počas neskorého pleistocénu ľadovej doby, kedy bolo v Afrike suché podnebie. Ide o obdobie spred 40 000 – 35 000 rokmi (pokles o 160 m) a medzi 23 000 – 18 000 rokmi (pravdepodobne o 600 m). Akýkoľvek vzrast hladiny posúva pobrežnú líniu a tvoria sa nové skalnaté oblasti. Len čo vzdialenosti medzi novo formovanými oblasťami prekročia schopnosť šírenia sa jednotlivých druhov, tok génov sa preruší a hromadia sa genetické rozdiely medzi populáciami. Následný pokles hladiny môže viesť k sekundárnemu miešaniu, čo vedie k buď k zvyšujúcej sa genetickej rozdielnosti alebo príbuznosti nových druhov.

Šírenie rodu Tropheus v jazere Tanganika

Na základe genetickej analýzy sa určili 3 obdobia šírenia sa Tropheusov v jazere. Prvé obdobie prebiehalo počas stúpania hladiny v období medzi 1,1 mil. – 550 000 rokmi, druhé šírenie prebiehalo počas poklesu hladiny v období medzi 390 000 – 360 000 rokmi a tretie šírenie nastalo počas poklesu hladiny v období medzi 190 000 – 170 000 rokmi. Klimatické zmeny pred 17 000 rokmi spôsobili dramatický pokles hladiny nielen v Tanganike, ale aj v a dokonca vyschnutie jazera Viktória. Tieto udalosti synchronizovali procesy diverzifikácie cichlíd vo všetkých troch jazerách. Najdôveryhodnejšie vysvetlenie genetických vzorov Tropheusov sú tri obdobia nízkej hladiny jazera, kedy klesala hladina najmenej o 550 m, takže jazero bolo rozdelené na tri jazerá. Tropheusov boli rozdelené do osem hlavných skupín podľa mtDNA a podľa výskytu v jednotlivých lokalitách jazera, ktoré dostali názov podľa osád na pobreží:

  • Skupina A1 (Kibwe, Kabwe, Kiti Point)
  • Skupina A2 (Kabezi, Ikola, Bilila Island, Kyeso I./Kungwe – T. „yellow“, Kala, Mpulungu)
  • Skupina A3 (Nyanza Lac – T. brichardi, Ngombe, Bemba)
  • Skupina A4 (Nvuna Island, Katoto I.)
  • Skupina B (Rutunga, Kiriza)
  • Skupina C (Kyeso II.)
  • Skupina D (Zongwe, Moba, Kibwesa – T. „Kibwesa“)
  • Skupina E (Bulu – T. polli, Bulu – T. „Kirschfleck“)
  • Skupina F (Kibwesa – T. „Kirschfleck“, Mvua I., Inangu)
  • Skupina G (Wapembe juh, Katoto II., Mvua II.)
  • Skupina H (Wapembe sever)

Historical changes of the lake

It is assumed that the rapid formation of large species groups of East African cichlids is caused by abiotic (physical) factors such as geological processes and climatic events, as well as biological characteristics of spreading organisms. Several studies have shown that large fluctuations in lake levels had a significant impact on rocky environments and species communities in East African rift lakes. The lake was seriously affected by a shift to a dry climate about 1.1 million years ago, causing a drop in the water level by about 650-700 meters below the current level. Then, the lake gradually expanded into the period around 550,000 years ago. Another drop in the water level occurred about 390,000 to 360,000 years ago by 360 meters, between 290,000 and 260,000 years ago by 350 meters, and between 190,000 and 170,000 years ago, there was a drop of 250 meters. In recent history, the lake level dropped during the late Pleistocene ice age when the climate in Africa became arid. This occurred approximately 40,000 – 35,000 years ago (a decrease of 160 meters) and between 23,000 – 18,000 years ago (probably by 600 meters). Any increase in the water level shifts the shoreline, forming new rocky areas. Once the distances between newly formed areas exceed the ability of individual species to spread, the gene flow is interrupted, and genetic differences accumulate between populations. Subsequent drops in the water level can lead to secondary mixing, resulting in either increased genetic diversity or relatedness of new species.

Dissemination of the Tropheus genus in Lake Tanganyika

Based on genetic analysis, three periods of Tropheus spread in the lake have been identified. The first period occurred during the rise in lake levels between 1.1 million – 550,000 years ago, the second spread occurred during the decline in lake levels between 390,000 – 360,000 years ago, and the third spread occurred during the decline in lake levels between 190,000 – 170,000 years ago. Climatic changes around 17,000 years ago caused a dramatic drop in water levels not only in Tanganyika but also in Malawi and even the drying up of Lake Victoria. These events synchronized the processes of cichlid diversification in all three lakes. The most plausible explanation for the genetic patterns of Tropheus involves three periods of low lake levels when the water level dropped by at least 550 meters, causing the lake to be divided into three separate bodies of water. Tropheus groups were divided into eight main groups based on mtDNA and their occurrence in specific lake locations, named after settlements on the shore:

Group A1 (Kibwe, Kabwe, Kiti Point)
Group A2 (Kabezi, Ikola, Bilila Island, Kyeso I./Kungwe – T. „yellow“, Kala, Mpulungu)
Group A3 (Nyanza Lac – T. brichardi, Ngombe, Bemba)
Group A4 (Nvuna Island, Katoto I.)
Group B (Rutunga, Kiriza)
Group C (Kyeso II.)
Group D (Zongwe, Moba, Kibwesa – T. „Kibwesa“)
Group E (Bulu – T. polli, Bulu – T. „Kirschfleck“)
Group F (Kibwesa – T. „Kirschfleck“, Mvua I., Inangu)
Group G (Wapembe south, Katoto II., Mvua II.)
Group H (Wapembe north)


Historische Veränderungen des Sees

Es wird vermutet, dass die schnelle Bildung großer Artengruppen ostafrikanischer Buntbarsche durch abiotische (physikalische) Faktoren verursacht wird, wie geologische Prozesse und klimatische Ereignisse, sowie biologische Merkmale sich ausbreitender Organismen. Mehrere Studien haben gezeigt, dass große Schwankungen des Seespiegels ernsthafte Auswirkungen auf die felsige Umgebung und die Artenzusammensetzung in den ostafrikanischen Grabenseen hatten. Der See wurde vor etwa 1,1 Millionen Jahren ernsthaft von einem Wechsel zu einem trockenen Klima beeinflusst, was zu einem Rückgang des Wasserspiegels um etwa 650-700 Meter unter das aktuelle Niveau führte. Dann vergrößerte sich der See allmählich bis zur Periode vor etwa 550.000 Jahren. Ein weiterer Rückgang des Wasserspiegels erfolgte vor etwa 390.000 bis 360.000 Jahren um 360 Meter, zwischen 290.000 und 260.000 Jahren um 350 Meter und zwischen 190.000 und 170.000 Jahren erfolgte ein Rückgang um 250 Meter. In der jüngeren Geschichte sank der Wasserspiegel während der späten Eiszeit des Pleistozäns, als das Klima in Afrika trocken wurde. Dies geschah etwa vor 40.000 – 35.000 Jahren (ein Rückgang um 160 Meter) und zwischen 23.000 – 18.000 Jahren (wahrscheinlich um 600 Meter). Jeder Anstieg des Wasserspiegels verschiebt die Küstenlinie und es entstehen neue felsige Gebiete. Sobald die Abstände zwischen den neu entstandenen Gebieten die Ausbreitungsfähigkeit einzelner Arten überschreiten, wird der Genaustausch unterbrochen und genetische Unterschiede zwischen Populationen sammeln sich an. Ein anschließender Rückgang des Wasserspiegels kann zu sekundärer Durchmischung führen, was entweder zu einer erhöhten genetischen Vielfalt oder Verwandtschaft neuer Arten führt.

Verbreitung der Gattung Tropheus im Tanganjikasee

Basierend auf genetischen Analysen wurden drei Zeiträume der Verbreitung von Tropheus im See identifiziert. Die erste Periode erfolgte während des Anstiegs des Seespiegels zwischen 1,1 Millionen und 550.000 Jahren, die zweite Verbreitung erfolgte während des Rückgangs des Seespiegels zwischen 390.000 und 360.000 Jahren und die dritte Verbreitung erfolgte während des Rückgangs des Seespiegels zwischen 190.000 und 170.000 Jahren. Klimatische Veränderungen vor 17.000 Jahren führten zu einem dramatischen Rückgang des Wasserspiegels nicht nur im Tanganjika, sondern auch im Malawi-See und sogar zum Austrocknen des Viktoriasees. Diese Ereignisse synchronisierten die Prozesse der Cichlidendiversifikation in allen drei Seen. Die plausibelste Erklärung für die genetischen Muster von Tropheus umfasst drei Perioden niedriger Wasserstände, bei denen der Wasserstand um mindestens 550 Meter sank und der See in drei separate Gewässer aufgeteilt wurde. Die Tropheus-Gruppen wurden in acht Hauptgruppen unterteilt, basierend auf mtDNA und ihrem Vorkommen an bestimmten Seeorten, benannt nach Siedlungen am Ufer:

Gruppe A1 (Kibwe, Kabwe, Kiti Point)
Gruppe A2 (Kabezi, Ikola, Bilila Island, Kyeso I./Kungwe – T. „yellow“, Kala, Mpulungu)
Gruppe A3 (Nyanza Lac – T. brichardi, Ngombe, Bemba)
Gruppe A4 (Nvuna Island, Katoto I.)
Gruppe B (Rutunga, Kiriza)
Gruppe C (Kyeso II.)
Gruppe D (Zongwe, Moba, Kibwesa – T. „Kibwesa“)
Gruppe E (Bulu – T. polli, Bulu – T. „Kirschfleck“)
Gruppe F (Kibwesa – T. „Kirschfleck“, Mvua I., Inangu)
Gruppe G (Wapembe südlich, Katoto II., Mvua II.)
Gruppe H (Wapembe nördlich)


Swahili: Mabadiliko ya Historia katika Ziwa

Inaaminiwa kwamba kuundwa haraka kwa vikundi vikubwa vya spishi za Cichlid za Afrika Mashariki kunachangiwa na mambo ya abiotiki (kimwili), kama vile mchakato wa kijiolojia na matukio ya hali ya hewa, pamoja na sifa za kibaolojia za viumbe vinavyoenea. Utafiti kadhaa umefunua kuwa mabadiliko makubwa ya kiwango cha maji yalikuwa na athari kubwa kwenye mazingira ya miamba na jumuiya ya spishi katika maziwa ya bonde la Ufa la Afrika Mashariki. Ziwa lilipata athari kubwa kutokana na mabadiliko ya hali ya hewa kavu karibu miaka 1.1 milioni iliyopita, ikisababisha kupungua kwa kiwango cha maji kwa takriban mita 650-700 chini ya kiwango cha sasa. Kisha ziwa likaongezeka polepole hadi kipindi cha miaka takriban 550,000 iliyopita. Kupungua kwa kiwango kingine kilifanyika takriban miaka 390,000 hadi 360,000 iliyopita kwa mita 360, kati ya miaka 290,000 hadi 260,000 iliyopita kwa mita 350, na kati ya miaka 190,000 hadi 170,000 iliyopita kwa kupungua kwa mita 250. Katika historia ya karibu, kiwango cha maji kilipungua wakati wa kipindi cha Pleistocene mwishoni, wakati hali ya hewa ilipokuwa kavu barani Afrika. Hii ilitokea karibu miaka 40,000 – 35,000 iliyopita (kipungua kwa mita 160) na kati ya miaka 23,000 – 18,000 iliyopita (labda kwa mita 600). Ongezeko lolote la kiwango cha maji kunasogeza pwani na kusababisha maeneo mapya ya miamba. Mara tu umbali kati ya maeneo mapya yaliyoletwa unapovuka uwezo wa kusambaa kwa spishi binafsi, mzunguko wa jeni unakatishwa na tofauti za kijenetiki hukusanyika kati ya idadi ya watu. Kupungua kwa kiwango cha maji baadaye kunaweza kusababisha kuchanganyika kwa sekondari, ambayo inaongoza kwa kuongezeka kwa tofauti za kijenetiki au uhusiano wa karibu kati ya spishi mpya.

Uenezi wa Jeni la Tropheus katika Ziwa Tanganyika

Kulingana na uchambuzi wa jenetiki, kumekuwa na vipindi vitatu vya uenezi wa Tropheus katika ziwa. Kipindi cha kwanza kilifanyika wakati wa ongezeko la kiwango cha maji kati ya miaka milioni 1.1 hadi 550,000 iliyopita, uenezi wa pili ulifanyika wakati wa kupungua kwa kiwango cha maji kati ya miaka 390,000 hadi 360,000 iliyopita, na uenezi wa tatu ulitokea wakati wa kupungua kwa kiwango cha maji kati ya miaka 190,000 hadi 170,000 iliyopita. Mabadiliko ya hali ya hewa miaka 17,000 iliyopita yalisababisha kupungua kwa kasi kwa kiwango cha maji siyo tu katika Tanganyika, bali pia katika Ziwa Malawi na hata kukausha Ziwa Viktoria. Matukio haya yalisawazisha mchakato wa utofautishaji wa Cichlid katika maziwa yote matatu. Maelezo yanayoweza kueleweka zaidi ya mifumo ya kijenetiki ya Tropheus yanajumuisha vipindi vitatu vya viwango vya chini vya maji, ambapo kiwango kilipungua kwa angalau mita 550, hivyo ziwa likigawanywa katika maziwa matatu tofauti. Vikundi vya Tropheus viligawanywa katika vikundi vitatu vikuu, kulingana na mtDNA na mzunguko wao kwenye maeneo maalum ya ziwa, vilivyopewa majina ya vitongoji kwenye pwani:

Kikundi A1 (Kibwe, Kabwe, Kiti Point)
Kikundi A2 (Kabezi, Ikola, Bilila Island, Kyeso I./Kungwe – T. „yellow“, Kala, Mpulungu)
Kikundi A3 (Nyanza Lac – T. brichardi, Ngombe, Bemba)
Kikundi A4 (Nvuna Island, Katoto I.)
Kikundi B (Rutunga, Kiriza)
Kikundi C (Kyeso II.)
Kikundi D (Zongwe, Moba, Kibwesa – T. „Kibwesa“)
Kikundi E (Bulu – T. polli, Bulu – T. „Kirschfleck“)
Kikundi F (Kibwesa – T. „Kirschfleck“, Mvua I., Inangu)
Kikundi G (Wapembe kusini, Katoto II., Mvua II.)
Kikundi H (Wapembe kaskazini)


Na obrázku sú znázornené vzťahy medzi jednotlivými skupinami rodu Tropheus a ich lokalizácia v jazere.


The relationships between individual groups of the genus Tropheus and their locations in the lake are illustrated in the picture.


Auf dem Bild sind die Beziehungen zwischen den einzelnen Gruppen der Gattung Tropheus und deren Standorten im See dargestellt.


Katika picha, uhusiano kati ya vikundi binafsi vya jenasi ya Tropheus na maeneo yao katika ziwa unavyoonyeshwa.

Tropheus Phylog[1]

Text z obrázku: Príbuznosť skupín rodu Tropheus v jednotlivých lokalitách s označením lokality na mape jazera Tanganika. Čísla na diagrame vľavo označujú príbuzenský vzťah medzi formami (prípadne druhmi) rodu Tropheus v jednotlivých lokalitách. Čím vyššie číslo, tým užší príbuzenský vzťah, ktorý bol zistený na základe mitochondriálnej DNA izolovanej zo svaloviny rýb. Na porovnanie je uvedený aj druh Tropheu duboisi, ktorý je úplne odlišný druh.


Text from the image: The relatedness of Tropheus genus groups in various locations with the locations marked on the map of Lake Tanganyika. The numbers on the diagram on the left indicate the relatedness between the forms (or species) of the Tropheus genus in different locations. The higher the number, the closer the relatedness, which was determined based on mitochondrial DNA isolated from the muscle tissue of the fish. For comparison, the species Tropheus duboisi, which is a completely distinct species, is also included.


Maandishi kutoka kwenye picha: Uhusiano wa makundi ya jenasi ya Tropheus katika maeneo mbalimbali yaliyoonyeshwa kwenye ramani ya Ziwa Tanganyika. Nambari kwenye mchoro upande wa kushoto zinaonyesha uhusiano kati ya aina (au spishi) za jenasi ya Tropheus katika maeneo tofauti. Kadiri nambari inavyokuwa juu, ndivyo uhusiano unavyokuwa wa karibu zaidi, ambao ulibainishwa kwa msingi wa DNA ya mitochondriali iliyotengwa kutoka kwa tishu za misuli ya samaki. Kwa kulinganisha, spishi ya Tropheus duboisi, ambayo ni spishi tofauti kabisa, pia imejumuishwa.


Primárne šírenie rodu Tropheus bolo podmienené silným zvýšením hladiny jazera asi pred 700 000 rokmi. Prvé dve skupiny (A a B) pochádzali z obsadenia severných častí jazera, skupina C a D vznikala na západnom pobreží centrálnej časti jazera a skupina E sa rozvíjala na východe strednej časti jazera. Skupiny F, G a H sa najpravdepodobnejšie udomácnili na juhu jazera. Treba upozorniť, že nedávno objavená ôsma skupina C v Kyeso pravdepodobne reprezentuje Tropheus annectens, pretože Kyeso je lokalizované v tesnej blízkosti typu vzoriek rýb, ktorý popísal Boulenger v roku 1990. Tieto žili v blízkosti rýb, ktoré do skupiny A2, ktorú objavili na oboch stranách centrálnej časti jazera.

Morfologické analýzy ukázali, že šesť zo siedmich jedincov malo štyri lúče na análnej plutve a siedmy jedinec mal lúčov päť. Ďalších pať jedincov ulovených v Kyeso malo šesť análnych lúčov a tiež sa odlišovali v tvare úst a sfarbení od T. annectens. Je zaujímavé, že ryby odchytené v lokalite Kyeso predtým označené ako T. annectens patria do skupiny C na rozdiel od Tropheus polli (skupina E) z opačnej strany jazera, hoci majú podobnú morfológiu, počet lúčov análnej plutvy a sfarbenie.


The primary spread of the genus Tropheus was conditioned by a significant increase in the lake level around 700,000 years ago. The first two groups (A and B) originated from the occupation of the northern parts of the lake, groups C and D developed on the western shore of the central part of the lake, and group E evolved in the east of the central part of the lake. Groups F, G, and H most likely became established in the south of the lake. It should be noted that the recently discovered eighth group C in Kyeso probably represents Tropheus annectens, as Kyeso is located in close proximity to the type samples of fish described by Boulenger in 1990. These fish lived near fish belonging to group A2, which was discovered on both sides of the central part of the lake.

Morphological analyses showed that six out of seven individuals had four rays on the anal fin, and the seventh individual had five rays. Another five individuals caught in Kyeso had six anal rays and also differed in mouth shape and coloration from T. annectens. Interestingly, the fish caught at the Kyeso site previously identified as T. annectens belong to group C, unlike Tropheus polli (group E) from the opposite side of the lake, although they have similar morphology, the number of anal fin rays, and coloration.


Die primäre Verbreitung der Gattung Tropheus wurde durch einen signifikanten Anstieg des Seespiegels vor etwa 700.000 Jahren bedingt. Die ersten beiden Gruppen (A und B) stammten von der Besiedlung der nördlichen Teile des Sees, Gruppen C und D entwickelten sich am westlichen Ufer des zentralen Teils des Sees, und Gruppe E entstand im Osten des zentralen Teils des Sees. Gruppen F, G und H haben sich höchstwahrscheinlich im Süden des Sees angesiedelt. Es ist zu beachten, dass die kürzlich entdeckte achte Gruppe C in Kyeso wahrscheinlich Tropheus annectens repräsentiert, da Kyeso in unmittelbarer Nähe der von Boulenger im Jahr 1990 beschriebenen Typusproben von Fischen liegt. Diese Fische lebten in der Nähe von Fischen, die zur Gruppe A2 gehören, die auf beiden Seiten des zentralen Teils des Sees entdeckt wurde.

Morphologische Analysen zeigten, dass sechs von sieben Individuen vier Strahlen auf der Afterflosse hatten und das siebte Individuum fünf Strahlen hatte. Weitere fünf in Kyeso gefangene Individuen hatten sechs Afterflossenstrahlen und unterschieden sich auch in der Form des Mauls und der Färbung von T. annectens. Interessanterweise gehören die in der Kyeso-Stelle gefangenen Fische, die zuvor als T. annectens identifiziert wurden, zur Gruppe C, im Gegensatz zu Tropheus polli (Gruppe E) von der gegenüberliegenden Seite des Sees, obwohl sie eine ähnliche Morphologie, Anzahl der Afterflossenstrahlen und Färbung haben.


Usambazaji wa kwanza wa jenasi ya Tropheus ulitokana na ongezeko kubwa la kiwango cha ziwa takribani miaka 700,000 iliyopita. Vikundi vya kwanza viwili (A na B) vilianzia na eneo la kaskazini la ziwa, vikundi C na D vilijitokeza kwenye pwani ya magharibi ya sehemu ya kati ya ziwa, na kundi E likaendelea mashariki mwa sehemu ya kati ya ziwa. Vikundi F, G, na H huenda vilianza kujitokeza kusini mwa ziwa. Ni muhimu kutambua kuwa kundi la nane lililogunduliwa hivi karibuni C huko Kyeso linawakilisha Tropheus annectens, kwani Kyeso iko karibu na sampuli za aina za samaki zilizoelezewa na Boulenger mwaka 1990. Samaki hawa walikuwa karibu na samaki wanaoangukia kwenye kundi A2, ambalo lilibainika pande zote mbili za sehemu ya kati ya ziwa.

Uchambuzi wa umbo ulionyesha kuwa sita kati ya saba ya watu walikuwa na tindi nne kwenye fini ya haja, na mmoja alikuwa na tindi tano. Watu wengine watano waliokamatwa Kyeso walikuwa na tindi sita kwenye fini ya haja na pia walitofautiana kwenye umbo la mdomo na rangi na T. annectens. Kuvutia, samaki waliokamatwa eneo la Kyeso awali walioitwa T. annectens wanahusiana na kundi C, tofauti na Tropheus polli (kundi E) upande mwingine wa ziwa, ingawa wana umbo sawa, idadi ya tindi kwenye fini ya haja, na rangi.


Väčšina hlavných skupín sa rozširovala do susedných oblastí počas druhého rozšírenia asi pred 400 000 rokmi a skupiny A a D zvládli presun k protiľahlému pobrežiu centrálnej časti Tanganiky. V tomto období sa po obsadení východného pobrežia skupina A rozdelila na 4 odlišné podskupiny. Podskupiny A1 a A3 sa pravdepodobne objavili po expanzii na východe severného pobrežia. Podskupina A2 pochádzala z obsadenia severozápadného pobrežia na severe aj v strednej časti jazera, zatiaľ čo podskupina A4 pravdepodobne pochádzala z kolonizácie východnej časti južného pobrežia. Skupina D pravdepodobne obsadila veľmi krátky úsek v oblasti Cape Kibwesa, kam sa presídlili zo západnej časti južného pobrežia. To bolo možné jedine v období pred 400000 rokmi, keď klesla hladina o 550 m, pretože Tropheusy nie sú schopné sa presúvať pri zvýšení vodnej hladiny a tým aj zväčšení vzdialeností medzi skalnatými časťami jazera cez voľnú vodu. Iba pokles hladiny o 550 m postačoval na to, aby sa skalnaté dno dostalo do hĺbky asi 50 m, čím sa utvorili podmienky na presun Tropheusov.

Rozšírenie Tropheus“Kirschfleck“, ktoré patria do skupiny F na východnom pobreží centrálnej časti jazera a na sever od Kibwesa, sa zdá byť záhadné podľa súčasného rozšírenia ostatných členov tejto skupiny (F) na juhozápade okolo Cameron Bay. V oblasti Kibwesa žijú v blízkosti tri varianty Tropheusov (Tropheus polli, T.“Kibwesa“ a T.“Kirschfleck“). Predsa však vo vzorkách T.“Kirschfleck“ sa zistilo podľa mtDNA, že patrili dvom skupinám, čo naznačuje kríženie pravdepodobne pôvodných obyvateľov tejto oblasti – skupiny T. polli (E) a presídlených T. „Kirschfleck“ (F). Existujú dve alternatívy: zástupcovia skupiny F sa mohli presunúť pozdĺž západnej časti južného pobrežia až k hranici strednej časti jazera. Zostáva však nejasné, ako sa mohla skupina F presunúť cez tak širokú oblasť strmo klesajúceho pobrežia na západe južného pobrežia, ktoré v súčasnosti obývajú ryby skupiny D, bez toho aby zanechali nejakú genetickú stopu alebo menšiu populáciu. Alternatívne vysvetlenie by mohlo byť, že skupina F sa pôvodne šírila pozdĺž juhovýchodného pobrežia od Kibwesa asi po Wapembe a neskôr bola nahradená presídlenými zástupcami skupiny A, takže haplotypy (skupina alel v jednom chromozóme prenášaná z generácie na generáciu spoločne, pričom potomok dedí dva haplotypy – jeden od otca a druhý od matky) skupiny F v Kibwesa sú pozostatky pôvodne podstatne rozšírenejšej skupiny. Ďalej by k tejto hypotéze bolo možné dodať, že skupina F druhotne osídlila ich súčasné teritórium v okolí Cameron Bay na juhozápade počas hlavného obdobia stúpania hladiny jazera pred 400 000 rokmi. To by vysvetľovalo prítomnosť dvoch odlišných haplotypov v populácii v Mvua (F a G), ako následok kríženia po druhotnom kontakte so zástupcami skupiny F. Ak je táto hypotéza pravdivá, táto kolonizácia mohla úplne nahradiť predtým sa vyskytujúcu skupinu G, ktorá má v súčasnosti centrum výskytu južne od ústia Lufubu. Ak berieme do úvahy fakt, že rieka Lufubu, ako tretí najväčší zdroj pre jazero, predstavuje vysoko stabilnú ekologickú bariéru, ktorá oddeľuje pobrežie Chaitika od poloostrova Inangu, potom skupina G si mohla udržiavať oblasť pôvodného rozšírenia južne od rieky Lufubu, ale bola nahradená zástupcami skupiny F v Cameron Bay po poklese hladiny.

Počas tretieho šírenia asi pred 200 000 rokmi sa šírili 3 podskupiny skupiny A pozdĺž pobrežia, kde sa pôvodne vyskytovali. Podskupina A2 sa musela premiestniť krížom cez jazero z južného okraja centrálnej časti na východné pobrežie južnej časti jazera. Podskupiny A2 a A4 sa rozšírili pozdĺž juhovýchodného pobrežia viac na juh jazera. V lokalite Wapembe na severe sa u jedného jedinca zistil haplotyp, podľa ktorého patrí do skupiny H, ktorá sa rozšírila pri primárnom šírení a všetky ďalšie jedince parili do dvoch podskupín A. Dva odlišné Tropheusy žijú v blízko príbuznom vzťahu blízko Wapembe. V Katoto, hlavnej hranici medzi skupinami A a G sa zistilo asi 50 % populácie s haplotypom skupiny G a 50% z podskupín A2 a A4. Podskupina A2 sa zistila aj v lokalite Katukula, ale táto populácia je tvorená prevažne rybami zo skupiny G.


Most of the main groups expanded into adjacent areas during the second expansion around 400,000 years ago, and groups A and D managed to move to the opposite shore of the central part of Lake Tanganyika. During this period, after occupying the eastern shore, group A split into four distinct subgroups. Subgroups A1 and A3 likely emerged after expanding to the east of the northern shore. Subgroup A2 originated from the occupation of the northwest shore in the north and central parts of the lake, while subgroup A4 probably resulted from the colonization of the eastern part of the southern shore. Group D likely occupied a very short section near Cape Kibwesa, migrating from the western part of the southern shore. This was only possible around 400,000 years ago when the lake level dropped by 550 meters, as Tropheus cannot move during rising water levels, which would increase distances between rocky parts of the lake over open water. Only a drop in the level by 550 meters was sufficient for the rocky bottom to reach a depth of about 50 meters, creating conditions for the movement of Tropheus.

The expansion of Tropheus „Kirschfleck,“ belonging to group F, on the eastern shore of the central part of the lake and north of Kibwesa, seems mysterious compared to the current distribution of other members of this group (F) to the southwest around Cameron Bay. In the Kibwesa area, three Tropheus variants (Tropheus polli, T. „Kibwesa,“ and T. „Kirschfleck“) live in close proximity. However, in T. „Kirschfleck“ samples, two groups were identified according to mtDNA, indicating crossbreeding between probably original inhabitants of this area – T. polli (E) group and relocated T. „Kirschfleck“ (F) group. There are two alternatives: representatives of group F could have moved along the western part of the southern shore to the border of the central part of the lake. However, it remains unclear how group F could have moved across such a wide area of steeply descending western shore on the southern coast, currently inhabited by fish from group D, without leaving any genetic trace or a smaller population. Alternatively, the group F might have initially spread along the southeastern shore from Kibwesa to Wapembe and later was replaced by relocated representatives of group A, so haplotypes (a group of alleles on one chromosome passed from generation to generation together, with offspring inheriting two haplotypes – one from the father and one from the mother) of group F in Kibwesa are remnants of the originally much more extensive group. Furthermore, according to this hypothesis, group F might have secondary colonized their current territory around Cameron Bay in the southwest during the main period of rising lake levels before 400,000 years ago. This would explain the presence of two different haplotypes in the population in Mvua (F and G) as a result of crossbreeding after secondary contact with representatives of group F. If this hypothesis is true, this colonization could have completely replaced the previously occurring group G, which currently has the center of occurrence south of the Lufubu River estuary. Considering the fact that the Lufubu River, as the third-largest source of water for the lake, represents a highly stable ecological barrier separating the coast of the Chaitika Mountains from the Inangu Peninsula, then group G could have maintained the area of the original distribution south of the Lufubu River but was replaced by representatives of group F in Cameron Bay after the drop in the lake level.

During the third expansion around 200,000 years ago, three subgroups of group A spread along the coast where they originally occurred. Subgroup A2 had to move across the lake from the southern edge of the central part to the eastern shore of the southern part of the lake. Subgroups A2 and A4 extended along the southeastern coast further to the south of the lake. In the Wapembe location in the north, one individual was found to have a haplotype belonging to group H, which spread during the primary expansion, and all other individuals paired into two subgroups A. Two distinct Tropheus individuals live in close proximity in the relative relationship near Wapembe. In Katoto, the main boundary between groups A and G, about 50% of the population was found with a haplotype of group G and 50% from subgroups A2 and A4. Subgroup A2 was also found in the Katukula location, but this population is mainly composed of fish from group G.


Die Mehrheit der Hauptgruppen erweiterte sich während der zweiten Ausbreitung vor etwa 400.000 Jahren in benachbarte Gebiete, und die Gruppen A und D schafften es, zur gegenüberliegenden Küste des zentralen Teils des Tanganjikasees zu gelangen. Während dieser Periode, nach der Besetzung der östlichen Küste, spaltete sich Gruppe A in vier verschiedene Untergruppen. Die Untergruppen A1 und A3 entstanden wahrscheinlich nach der Expansion nach Osten entlang der nördlichen Küste. Die Untergruppe A2 stammte aus der Besetzung der nordwestlichen Küste im Norden und in der Mitte des Sees, während die Untergruppe A4 wahrscheinlich aus der Kolonisierung des östlichen Teils der südlichen Küste resultierte. Gruppe D besetzte wahrscheinlich einen sehr kurzen Abschnitt in der Nähe von Cape Kibwesa, wanderte von der westlichen Seite der südlichen Küste aus. Dies war nur möglich vor etwa 400.000 Jahren, als der Seespiegel um 550 Meter sank, da sich Tropheus während steigender Wasserstände nicht bewegen kann, was die Entfernungen zwischen den felsigen Teilen des Sees über freies Wasser erhöhen würde. Nur ein Abfall des Pegels um 550 Meter reichte aus, damit der felsige Boden eine Tiefe von etwa 50 Metern erreichte und Bedingungen für die Bewegung von Tropheus geschaffen wurden.

Die Ausbreitung von Tropheus „Kirschfleck“, die zur Gruppe F gehört, an der östlichen Küste des zentralen Teils des Sees und nördlich von Kibwesa, scheint im Vergleich zur aktuellen Verteilung anderer Mitglieder dieser Gruppe (F) im Südwesten um Cameron Bay mysteriös zu sein. In der Gegend von Kibwesa leben drei Tropheus-Varianten (Tropheus polli, T. „Kibwesa“ und T. „Kirschfleck“) in unmittelbarer Nähe. In den Proben von T. „Kirschfleck“ wurden jedoch zwei Gruppen gemäß mtDNA identifiziert, was auf eine Kreuzung zwischen wahrscheinlich ursprünglichen Bewohnern dieses Gebiets – Gruppe T. polli (E) und umgesiedelten T. „Kirschfleck“ (F) – hinweist. Es gibt zwei Alternativen: Vertreter der Gruppe F hätten sich entlang der westlichen Seite der südlichen Küste bis an die Grenze des zentralen Teils des Sees bewegen können. Es bleibt jedoch unklar, wie die Gruppe F über eine so weite Fläche steil abfallender westlicher Küste an der Südküste hätte wandern können, die derzeit von Fischen der Gruppe D bewohnt wird, ohne dabei genetische Spuren oder eine kleinere Population zu hinterlassen. Als Alternative könnte die Gruppe F sich ursprünglich entlang der südöstlichen Küste von Kibwesa bis nach Wapembe ausgebreitet haben und wurde später durch umgesiedelte Vertreter der Gruppe A ersetzt. Daher sind Haplotypen (eine Gruppe von Allelen auf einem Chromosom, die von Generation zu Generation gemeinsam weitergegeben werden, wobei der Nachkomme zwei Haplotypen erbt – einen vom Vater und einen von der Mutter) der Gruppe F in Kibwesa Überreste der ursprünglich viel umfangreicheren Gruppe. Darüber hinaus könnte nach dieser Hypothese die Gruppe F während der Hauptperiode des Anstiegs des Seespiegels vor 400.000 Jahren ihr derzeitiges Territorium um Cameron Bay im Südwesten sekundär kolonisiert haben. Dies würde die Anwesenheit von zwei verschiedenen Haplotypen in der Bevölkerung in Mvua (F und G) als Ergebnis von Kreuzung nach dem sekundären Kontakt mit Vertretern der Gruppe F erklären. Wenn diese Hypothese wahr ist, könnte diese Kolonisierung die zuvor auftretende Gruppe G vollständig ersetzt haben, die derzeit das Zentrum des Auftretens südlich der Mündung des Flusses Lufubu hat. Angesichts der Tatsache, dass der Fluss Lufubu als drittgrößte Wasserquelle für den See eine sehr stabile ökologische Barriere darstellt, die die Küste der Chaitika-Berge von der Inangu-Halbinsel trennt, könnte die Gruppe G das Gebiet der ursprünglichen Verbreitung südlich des Flusses Lufubu beibehalten haben, wurde aber durch Vertreter der Gruppe F in Cameron Bay nach dem Rückgang des Seespiegels ersetzt.

Während der dritten Ausbreitung vor etwa 200.000 Jahren breiteten sich drei Untergruppen der Gruppe A entlang der Küste aus, wo sie ursprünglich vorkamen. Die Untergruppe A2 musste über den See vom südlichen Rand des zentralen Teils zur östlichen Küste des südlichen Teils des Sees ziehen. Die Untergruppen A2 und A4 erstreckten sich entlang der südöstlichen Küste weiter nach Süden. Am Standort Wapembe im Norden wurde bei einem Individuum ein Haplotyp gefunden, der zur Gruppe H gehört, die sich während der primären Ausbreitung verbreitete, und alle anderen Individuen paarten sich in zwei Untergruppen A. Zwei verschiedene Tropheus-Individuen leben in unmittelbarer Nähe in der relativen Beziehung nahe Wapembe. In Katoto, der Hauptgrenze zwischen den Gruppen A und G, wurde bei etwa 50% der Bevölkerung ein Haplotyp der Gruppe G und bei 50% aus den Untergruppen A2 und A4 festgestellt. Die Untergruppe A2 wurde auch am Standort Katukula gefunden, aber diese Population besteht hauptsächlich aus Fischen der Gruppe G.


Zaidi ya makundi makuu yalisambaa katika maeneo jirani wakati wa upanuzi wa pili takribani miaka 400,000 iliyopita, na makundi A na D yalifanikiwa kuhamia upande wa pili wa pwani ya katikati ya Ziwa Tanganyika. Katika kipindi hiki, baada ya kuhamia pwani ya mashariki, kundi la A liligawanyika katika vikundi 4 tofauti. Vikundi A1 na A3 labda vilijitokeza baada ya upanuzi upande wa mashariki wa pwani ya kaskazini. Kikundi cha A2 kilianzia uvamizi wa pwani ya kaskazini-magharibi kaskazini na katikati mwa ziwa, wakati kikundi cha A4 kilipatikana kutokana na ukoloni wa sehemu ya mashariki ya pwani ya kusini. Kikundi cha D kilichukua kwa uwezekano sehemu fupi sana katika eneo la Cape Kibwesa, kikihamia kutoka sehemu ya magharibi ya pwani ya kusini. Hii ilikuwa ni wakati wa pekee karibu miaka 400,000 iliyopita, ambapo kiwango cha maji kilishuka kwa mita 550. Tropheus hawawezi kuhamia wakati wa ongezeko la kiwango cha maji, hivyo kuongezeka kwa umbali kati ya sehemu za miamba za ziwa juu ya maji wazi. Kupungua kwa mita 550 tu kulitosha kwa sakafu ya miamba kufikia kina cha takribani mita 50, kuunda mazingira ya uhamiaji wa Tropheus.

Usambazaji wa Tropheus „Kirschfleck,“ wanaopatikana kwenye kundi F kwenye mwambao wa mashariki wa sehemu ya kati ya ziwa na kaskazini mwa Kibwesa, unaonekana kuwa wa kisiri kulingana na usambazaji wa sasa wa wanachama wengine wa kundi hili (F) kusini magharibi mwa Cameron Bay. Kwenye eneo la Kibwesa, kuna aina tatu za Tropheus (Tropheus polli, T.“Kibwesa,“ na T.“Kirschfleck“) wanaoishi karibu. Hata hivyo, kwenye sampuli za T.“Kirschfleck,“ kulingana na mtDNA, walikuwa sehemu ya makundi mawili, ikionyesha mchanganyiko kati ya wakazi wa awali wa eneo hili – kundi la T. polli (E) na T. „Kirschfleck“ waliohamishwa (F). Kuna njia mbili mbadala: wawakilishi wa kundi F wangeweza kuhama kando ya pwani ya kusini magharibi hadi mpaka wa sehemu ya kati ya ziwa. Hata hivyo, inabaki wazi jinsi kundi F lilivyoweza kuhamia eneo kubwa la pwani ya kusini magharibi inayoshuka kwa kasi, ambayo kwa sasa inakaliwa na samaki wa kundi D, bila kuacha ishara yoyote ya kijenetiki au idadi ndogo ya watu. Maelezo mbadala yanaweza kuwa kwamba kundi F awali lilisambaa kando ya pwani ya kusini mashariki kutoka Kibwesa hadi Wapembe na baadaye likachukuliwa na wawakilishi wa kundi A, hivyo haplotypes (kundi la aleli kwenye kromosomu moja linalopitishwa pamoja kutoka kizazi hadi kizazi, na uzao unarithi haplotypes mbili – moja kutoka kwa baba na nyingine kutoka kwa mama) za kundi F huko Kibwesa ni mabaki ya kundi lililosambaa awali kwa kiasi kikubwa. Zaidi ya hayo, kwa nadharia hii, inaweza kuongezwa kwamba kundi F kilikalia tena eneo lake la sasa karibu na Cameron Bay kusini magharibi wakati wa kipindi kikuu cha ongezeko la kiwango cha maji ya ziwa takriban miaka 400,000 iliyopita. Hii ingeeleza uwepo wa haplotypes mbili tofauti katika idadi ya watu ya Mvua (F na G) kama matokeo ya mchanganyiko baada ya mawasiliano ya pili na wawakilishi wa kundi F. Ikiwa nadharia hii ni kweli, ukoloni huu ungeweza kuchukua nafasi kabisa kundi lililokuwepo hapo awali la G, ambalo kwa sasa lina kitovu cha usambazaji kusini mwa mdomo wa Mto Lufubu. Kwa kuzingatia ukweli kwamba Mto Lufubu, kama chanzo cha tatu kikubwa cha maji kwa ziwa, inawakilisha kizuizi cha ekolojia kilichojengwa vizuri kinachotenganisha pwani ya Mlima Chaitika na Rasi ya Inangu, basi kundi la G lingeweza kudumisha eneo la usambazaji la awali kusini mwa Mto Lufubu lakini likachukuliwa na wawakilishi wa kundi F huko Cameron Bay baada ya kupungua kwa viwango vya maji.

Wakati wa kuenea kwa tatu karibu miaka 200,000 iliyopita, vikundi vitatu vya kundi A vilisambaa pwani ambapo awali vilikuwepo. Kikundi cha A2 kililazimika kuhamia upande wa pili wa ziwa kutoka kwenye ukingo wa kusini wa sehemu ya kati hadi pwani ya mashariki ya sehemu ya kusini ya ziwa. Vikundi vya A2 na A4 vilisambaa kando ya pwani ya kusini mashariki zaidi ya ziwa. Katika eneo la Wapembe kaskazini, mtu mmoja aligunduliwa kuwa na haplotyping inayomilikiwa na kundi H, ambayo ilisambaa wakati wa kuenea kwa kwanza, na watu wote wengine walipangwa katika vikundi viwili vya A. Tropheus wawili tofauti wanaweza kuonekana wanaishi katika uhusiano wa karibu karibu na Wapembe. Katika eneo la Katoto, mpaka mkuu kati ya vikundi vya A na G, takriban 50% ya idadi ya watu walikuwa na haplotyping ya kundi G, na 50% walikuwa na vikundi vya A2 na A4. Kikundi cha A2 pia kiligunduliwa katika eneo la Katukula, lakini idadi ya watu hii kwa kiasi kikubwa inajumuisha samaki kutoka kundi la G.


Súhrn

Tropheusy 7 skupín nezmenili dramaticky ich rozpätie výskytu, čo môže byť kvôli stabilite ich životného prostredia, ktoré je tvorené kolmo klesajúcim pobrežím. Tieto oblasti neboli príliš ovplyvnené kolísaním hladiny jazera, pretože sa presúvali iba smerom dolu a hore pozdĺž útesov. Jedna podskupina (A2) sa zistila takmer po celom jazere a aj jedinci zo vzdialených populácií sú v úzkom vzťahu. Keďže sa zistili podobné charakteristiky rozšírenia aj iných rodov tanganických cichlíd (Eretmodus, Cyprichromis), pravdepodobne mali zmeny v jazere (klimatické a geologické) podobný vplyv na genetickú štruktúru populácií aj iných druhov.


Summary

The seven groups of Tropheus have not dramatically changed their distribution range, which may be attributed to the stability of their environment characterized by vertically descending coastlines. These areas were less affected by fluctuations in the lake’s water level, as the Tropheus moved only up and down along the cliffs. One subgroup (A2) was found almost throughout the entire lake, and individuals from distant populations show close relationships. Similar distribution characteristics have been observed in other genera of Tanganyikan cichlids (Eretmodus, Cyprichromis), suggesting that changes in the lake (climatic and geological) likely had a similar impact on the genetic structure of populations of other species.


Zusammenfassung

Die sieben Gruppen von Tropheus haben ihre Verbreitungsbereiche nicht dramatisch verändert, was auf die Stabilität ihrer Umgebung zurückzuführen sein könnte, die durch senkrecht abfallende Küsten geprägt ist. Diese Gebiete wurden von Schwankungen des Seewasserspiegels wenig beeinflusst, da sich die Tropheus nur auf und ab entlang der Klippen bewegten. Eine Untergruppe (A2) wurde fast im gesamten See gefunden, und Individuen aus entfernten Populationen zeigen enge Verbindungen. Da ähnliche Verbreitungsmerkmale auch bei anderen Gattungen der Tanganjika-Buntbarsche (Eretmodus, Cyprichromis) festgestellt wurden, deutet dies darauf hin, dass Veränderungen im See (klimatische und geologische) wahrscheinlich einen ähnlichen Einfluss auf die genetische Struktur von Populationen anderer Arten hatten.


Muhtasari

Tropheus wa makundi 7 hawajabadilisha sana eneo lao la usambazaji, ambalo linaweza kuwa kutokana na utulivu wa mazingira yao yanayotokana na pwani inayoshuka wima. Maeneo haya hayakuathiriwa sana na mabadiliko ya kiwango cha ziwa, kwani Tropheus walisonga tu juu na chini kando ya miamba. Kundi moja (A2) lilipatikana karibu kote ziwa, na watu binafsi kutoka makundi ya mbali pia wanashiriki uhusiano wa karibu. Kwa kuwa sifa sawa za usambazaji zimeonekana pia kwa majenasi mengine wa cichlids wa Tanganyika (Eretmodus, Cyprichromis), ni kwa kiasi kikubwa kwamba mabadiliko katika ziwa (ya hali ya hewa na kijiolojia) yalikuwa na athari sawa kwenye muundo wa kijenetiki wa jamii za spishi nyingine.


Baric, S. et al.: Phylogeography and evolution of the Tanganyikan cichlid genus Tropheus based upon mitochondrial DNA saquences. J. Mol. Evol., 56, 2003, 54-68.
Cohen, A.S., Soreghan, M.R., Scholz, C.A.: Estimanting the age of formation of lakes: An example from Lake Tanganyika, East African Rift System. Geology, 21, 1993, 511-514.
Cohen, A.S. et al.: New palaeogeographic and lake-level reconstructions of Lake Tanganyika: Implications for tectonic climatic and biological evolution in a rift lake. Basin Res., 9, 1997, 107-132.
Gasse, F. et al.: Water level fluctuations of Lake Tanganyika in phase with oceanic changes during the last glaciation and deglaciation. Nature, 342, 1989, 57-59.
Sturmbauer, C.: Explosive speciation in cichlid fishes of the African Great Lakes: A dynamic model of adaptive radiation. J. Fish Biol., 53, 1998, 18-36.
Sturmbauer, C., Meyer, A.: Genetic divergence, speciation and morphological stasis in a lineage of African cichlid fishes. Nature, 358, 1992, 578-581.
Sturmbauer, C. et al.: Lake level fluctuation synchronize genetic divergences of cichlid fishes in African lakes. Mol. Biol. Evol., 18, 2001, 144-154.

S použitím uvedenej literatúry spracoval: Róbert Toman


With the use of the provided literature, processed by: Róbert Toman.


Unter Verwendung der angegebenen Literatur verarbeitet von: Róbert Toman.


Kwa kutumia marejeo yaliyotolewa, iliyosindikwa na: Róbert Toman.

Príroda, Živočíchy, Ryby, Akvaristika, Organizmy, Fotografie

Podobné ryby

Hits: 6024

Nehľadajte za tým žiadnu ekológiu ani biológiu. Je možné, že niekde funguje alopatria, v tomto príspevku mi ide len o upozornenie na zaujímavú podobnosť, obzvlášť pri druhoch, ktoré nepatria do rovnakej čeľade.


Don’t look for any ecology or biology behind it. It’s possible that allopatry is at work somewhere, in this post I just want to draw attention to an interesting similarity, especially among species that don’t belong to the same family.


Suche nicht nach Ökologie oder Biologie dahinter. Es ist möglich, dass Allopatrie an manchen Stellen wirkt, in diesem Beitrag möchte ich nur auf eine interessante Ähnlichkeit hinweisen, besonders bei Arten, die nicht derselben Familie angehören.

  • Geryichthys sterbai – Parodon affinis – Hemieleotris latifasciatus – Thayeria boehlkei – Rasbora einthoveni – Botia nigrolineata – Crossocheilus siamensis – Epalzeorhynchus kalopterus
  • Nanostomus trifasciatus – Tanichthys albonubes
  • Julidochromis ornatus – Melanochromis auratus
  • Neolamprologus tretocephalus – Cyphotilapia gibberosa
  • Pseudotropheus elongatus – Cynotilapia afra
  • Protomelas taeniolatus – Copadichromis borleyi
  • Sciaenochromis fryeri – Ophthalmotilapia ventralis
  • Spathodus erythrodon – Tropheus duboisi – Austrolebias nigripinnis
  • Rasbora borapetensis – Hyphessobrycon herbertaxelrodi
  • Pseudepiplatys annulatus – Botia macracantha
  • Synodontis angelicus – Scobirancistrus sp. L254 – Scobiancistrus aureatus – Teniura henlei

Príroda, Rastliny, Živočíchy, Akvaristika, Organizmy, Fotografie

Biológia rýb a rastlín

Hits: 23183

Možno ste sa už aj vy stretli s tým, že nejaký chovateľ tvrdil, že čosi je vo vzduchu. Sami na sebe vieme, že počasie, ročné obdobie, svetelný režim dňa a má aj na nás veľký vplyv. Máme možnosť počuť, resp. vysloviť podobné vety vtedy, keď nám kapú, keď sú bez zjavnej príčiny choré, prípadne akési malátne. Súvisí to z biologickými pochodmi, s biorytmami, ktoré v živote organizmu hrajú dôležitú úlohu, a na ktoré by sme nemali zabúdať. Ešte raz sa vrátim analogicky ku ľuďom – len si predstavte ako by ste sa správali, keby ste nemohli spať, prípadne keby vás zavreli na samotku. Jednou z vecí na ktorú sa veľmi v praxi akvaristu veľmi nemyslí, ale ktorá má vplyv aj na ryby je atmosférický tlak. Biogeografické oblasti – hlavné oblasti výskytu rýb a rastlín


Es ist möglich, dass Sie bereits auf einen Züchter gestoßen sind, der behauptet hat, dass etwas in der Luft liegt. Wir wissen aus eigener Erfahrung, dass Wetter, Jahreszeiten und der Lichtzyklus von Tag und Nacht auch einen großen Einfluss auf uns haben. Ähnliche Aussagen können wir hören oder machen, wenn unsere Fische laichen, ohne offensichtlichen Grund krank sind oder sich merkwürdig verhalten. Dies hängt mit biologischen Prozessen und Biorhythmen zusammen, die im Leben eines Organismus eine wichtige Rolle spielen und die wir nicht vernachlässigen sollten. Ich werde noch einmal analog zu Menschen zurückkehren – stellen Sie sich vor, wie Sie sich verhalten würden, wenn Sie nicht schlafen könnten oder wenn man Sie alleine einsperren würde. Eines der Dinge, an die ein Aquarianer im praktischen Sinn oft nicht denkt, die aber auch Einfluss auf die Fische hat, ist der atmosphärische Druck. Biogeografische Gebiete – Hauptverbreitungsgebiete von Fischen und Pflanzen.


Medzi najznámejšie oblasti patrí neotropická oblasť – Južná Amerika a Severná Amerika. V Južnej Amerike je to najmä: Orinoco, Amazon, Rio Negro – oblasť Echinodorus. V Južnej Amerike žije napr. skaláre, terčovce – diskusy, pávie (oceláty), Apistogramma, čeľaď tetrovité, gupky, Poecilidae, kaprozúbky, sumčeky Brochis a Corydoras. Niektoré sumčeky žijú často aj v pomerne studených vodách – 10 °C a dosahujú úctyhodných rozmerov – až 50 cm.

Severná Amerika. V Mexiku žijú predstavitelia živorodiek rodu Xiphophorus – známe platy a mečovky

Stredná Amerika. Ak rozlíšim túto pomerne špecifickú oblasť, tak tu žijú veľmi zaujímavé menšie cichlidy a množstvo iných zaujímavých druhov.

Afrika. Oblasť rastlín Aponogeton, Anubias: etiópska oblasť; Kongo – Stredná Afrika; Niger; Zambezi; – vysoký obsah hydrogenuhličitanu sodného; – výskyt mbuna cichlíd – rýb viažucich sa na skalnaté prostredie a utaka cichlíd – viažucich sa na voľnú vodu; Victoria – veľa druhovo Haplochrominae. Jazero Malawi. Domorodci jazero nazývajú Njasa. S týmto pomenovaní sa môžeme stretnúť aj v staršej literatúre. Jazero Malawi sa nachádza vo východoafrickej priekopovej prepadline, na miestach, kde sa tvorí budúci oceánsky chrbát. Podobne ako jazero Tanganika vzniklo už v dávnych dobách. Má pretiahly, úzky tvar, no celková plocha ho radí ku jedným z najväčších jazier na svete. Žijú v ňom prevažne cichlidy, v prevažnej miere endemické druhy (vyskytujúce sa len tu). Zooplanktón tvorí: Mesocyclops leuckarti, Diaphanosoma excisum, Bosmina longirostris, Diaptomus sp., atď. Jazero Tanganika. Jazero patrí k najväčším na svete, ide o druhé najhlbšie jazero po Bajkalskom jazere. Nachádza sa vo východoafrickej priekopovej prepadline – v rifte. Priemerná počas roka dosahuje 23 °C. Žijú tu prevažne cichlidy, z veľkej miere endemické, no okrem toho aj množstvo archaických foriem rýb. Zooplanktón tvorí: Cyclops, Diaptomus simplex, Limnochida tanganika atď. Jazero Victoria. Obrovské jazero, s veľkým množstvom cichlíd, ich počet však nie je taký dominantný ako v prípade Malawi a Tanganika. Žije tu najmä skupina Haplochrominae. Zooplanktón tvorí: Daphnia spp., Cyclops sp., Chydorus sp., Diaptomus sp., Leptodora sp., Caridina nilotica, Keratella sp., Philodina spp., Limnocnida victoriae, Asplanchna brightwelli atď.

Juhovýchodná Ázia. Mekong, Ganga – oblasti veľkého množstva rastlín ako napr. Vesicularia, Cryptocoryne, Microsorium, rýb: dánia, razbory, mrenky, .

Európa. Starý kontinent neposkytuje akvaristom toľko radosti. Snáď len v oblasti studenovodnej akvaristiky. Na druhej strane aj na Slovensku na viacerých miestach existujú teplé prúdy, zväčša geotermálneho pôvodu, ktoré poskytujú v užšom priestore z hľadiska teploty prežitie subtropických a tropických druhov. V spodných kanáloch rieky sa nachádzajú . Dokonca tu došlo k tomu, že sa genetická informácia sa presadila natoľko, že sa tu vyskytujú aj pôvodné prírodné formy s pôvodným tvarom tela a kresbou. Totiž gupky sa sem dostali z rúk chovateľov a prírodné formy gupiek takmer nechovajú. Tieto pôvodne sfarbené rybky sú prakticky nechovateľné, dlho v akváriu nevydržia, zrejme sú príliš divoké. Teplé prúdy sa nachádzajú na viacerých miestach. Známy je prípad, že na Zelenej vode pri Novom Meste nad Váhom sa vyskytli pirane. Bolo to v lete, ale ktovie či si tu, alebo na inom mieste nedokážu ony, alebo iný druh nájsť cestu k životu aj cez zimu. Chcel by som varovať chovateľov pred takouto introdukciou nepôvodného druhu, pretože ekosystém sa obyčajne nedokáže prispôsobiť bez ujmy, a je to neetické voči prírode aj voči rybám. Niekedy je teplá vonku udržiavaná človekom, napr. v jazierkach v kúpeľných mestách. Tak je tomu aj v Piešťanoch. Jazierka sú napájané z termálneho liečivého prameňa, ktorý však obsahuje veľké množstvo solí. Preto v jazierkach dokážu žiť len niektoré druhy rýb: blackmolly, gupky, , karasy apod. sú okrášlené leknami, viktóriou regiou, na brehoch bambusom apod. Venuje sa im tento článok.

More. Nemožno však zabudnúť aj na morské prostredie: Pacifik, Atlantik, Indický oceán, Baltik, Jadran, Kaspické more atď.


Zu den bekanntesten Gebieten gehört die neotropische Region – Süd- und Nordamerika. In Südamerika sind besonders die Flüsse Orinoco, Amazonas und Rio Negro erwähnenswert, in deren Umgebung die Pflanzengattung Echinodorus gedeiht. In Südamerika findet man zum Beispiel Skalare, Diskusse (Terzinen), Pfauenaugenbuntbarsche (Ozelots), Apistogramma, Tetras, Guppys, Lebendgebärende wie die Poecilidae, Panzerwelse, Brochis und Corydoras. Einige Panzerwelse leben sogar in relativ kaltem Wasser – bei 10 °C – und erreichen beeindruckende Größen von bis zu 50 cm.

Nordamerika: In Mexiko leben Vertreter der lebendgebärenden Gattung Xiphophorus – bekannte Platis und Schwertträger.

Mittelamerika: In dieser spezifischen Region leben sehr interessante kleinere Buntbarsche und viele andere faszinierende Arten.

Afrika: Gebiete mit Pflanzen wie Aponogeton und Anubias sind Äthiopien, der Kongo in Zentralafrika, der Niger, der Sambesi und der Tanganjika mit einem hohen Gehalt an Natriumhydrogencarbonat. Im Malawisee gibt es Mbuna-Buntbarsche, die sich an felsige Umgebungen binden, und Utaka-Buntbarsche, die sich im freien Wasser aufhalten. Im Viktoriasee findet man viele Arten der Haplochrominae-Gruppe. Der Malawisee, auch Njasa genannt, liegt in der ostafrikanischen Grabenbruchzone, an Stellen, wo sich zukünftige ozeanische Rücken bilden. Ähnlich wie der Tanganjikasee entstand er schon in ferner Vergangenheit. Er hat eine langgezogene, schmale Form, aber die Gesamtfläche macht ihn zu einem der größten Seen der Welt. Er beherbergt hauptsächlich Buntbarsche, darunter viele endemische Arten (die nur hier vorkommen). Der Zooplankton besteht aus Mesocyclops leuckarti, Diaphanosoma excisum, Bosmina longirostris, Diaptomus sp. usw.

Tanganjikasee: Der See zählt zu den größten der Welt und ist nach dem Baikalsee der zweittiefste. Er liegt im Ostafrikanischen Grabenbruch – im Rift. Die durchschnittliche Temperatur beträgt 23 °C. Hier leben hauptsächlich Buntbarsche, viele davon endemisch, aber auch viele archaische Fischarten. Zooplankton umfasst Cyclops, Diaptomus simplex, Limnochida tanganika usw.

Victoria-See: Ein riesiger See mit einer Vielzahl von Buntbarschen, deren Anzahl jedoch nicht so dominant ist wie bei Malawi und Tanganjika. Hier lebt hauptsächlich die Gruppe der Haplochrominae. Zooplankton umfasst Daphnia spp., Cyclops sp., Chydorus sp., Diaptomus sp., Leptodora sp., Caridina nilotica, Keratella sp., Philodina spp., Limnocnida victoriae, Asplanchna brightwelli usw.

Südostasien: Flüsse wie der Mekong und der Ganges – Gebiete mit vielen Pflanzen wie Vesicularia, Cryptocoryne, Microsorium, Fischen wie Danios, Rasboras, Bärblingen, Labyrinthen.

Europa: Der alte Kontinent bietet den Aquarianern nicht so viel Freude, außer im Bereich der Kaltwasseraquaristik. Andererseits gibt es auch in der Slowakei an verschiedenen Orten warme Strömungen, meist geothermischen Ursprungs, die in einem engeren Temperaturspektrum das Überleben subtropischer und tropischer Arten ermöglichen. In den unteren Kanälen der Donau in der Slowakei leben Guppys – Poecilia reticulata. Tatsächlich hat sich genetisches Material so weit durchgesetzt, dass hier sogar natürliche Formen mit originaler Körperform und Zeichnung vorkommen. Guppys wurden hier von Züchtern eingeführt, und natürliche Formen von Guppys werden kaum gezüchtet. Diese ursprünglich gefärbten Fische sind praktisch nicht züchtbar und überleben im Aquarium nicht lange, wahrscheinlich sind sie zu wild. Warme Strömungen gibt es an verschiedenen Orten. Es ist bekannt, dass am Grünen See bei Nové Mesto nad Váhom Piranhas vorkamen. Das war im Sommer, aber wer weiß, ob sie hier oder an einem anderen Ort einen Weg zum Überleben auch im Winter finden können. Ich möchte die Züchter vor solch einer Einführung nicht heimischer Arten warnen, da sich das Ökosystem normalerweise nicht ohne Schaden anpassen kann, und es ist sowohl der Natur als auch den Fischen gegenüber unethisch. Manchmal wird warmes Wasser draußen vom Menschen aufrechterhalten, zum Beispiel in Teichen in Kurortstädten. So ist es auch in . Die Teiche werden aus einem thermischen Heilquellen gespeist, die jedoch eine große Menge an Salzen enthält. Daher können nur einige Fischarten in den Teichen überleben: Black Mollys, Guppys, Schwertträger, Karpfen usw. Die Teiche sind mit Seerosen, Viktorien, am Ufer mit Bambus usw. verziert. Diesem Thema widmet sich dieser Artikel.

Meer: Aber man darf auch die Meeresumgebung nicht vergessen: Pazifik, Atlantik, Indischer Ozean, Ostsee, Adria, Kaspisches Meer usw.


Cichlidy – Cichlidae Predstavujú asi 1600 druhov – sú najväčšou čeľaďou rýb, a jednou z najväčších z organizmov vôbec. Cichlidy žijú na troch kontinentoch: v Afrike – Pelvicachromis, Steatocranus, Haplochromis, Pseudotropheus, Tropheus v Južnej Amerike – Cichlasoma, Astronotus, Apistogramma v Ázii – Etroplus. Malawské cichlidy


Cichliden – Cichlidae stellen etwa 1600 Arten dar – sie sind die größte Fischfamilie und eine der größten Organismengruppen überhaupt. Cichliden leben auf drei Kontinenten: in Afrika – Pelvicachromis, Steatocranus, Haplochromis, Pseudotropheus, Tropheus in Südamerika – Cichlasoma, Astronotus, Apistogramma in Asien – Etroplus. Malawisee-Cichliden


Aulonocara: Aulonocara aquilonium, auditor, baenschi, brevinidus, brevirostris, cjitendi, cobué, ethelwynnae, eureka, gertrudae, guentheri, hansbaenschi, hueseri, chitande, chitendi, iwanda, jacobfreibergi, jalo, kande, kandeense, korneliae, korneliae, lupingu, macrochir, maisoni, maleri, mamelea, marmalade cat, maylandi, nyassae, ob, rostratum, saulosi, steveni, stuartgranti, trematocephalum, trematocranus, usisya, walteri

Buccochromis: Buccochromis atritaeniatus, heterotaenia, lepturus, nototaenia, oculatus, rhoadesii, spectabilis, trewavasae

Pseudotropheus: Pseudotropheus ater, aurora, barlowi, crabro, cyaneus, demasoni, elegans, elongatus, fainzilberi, flavus, fuscoides, fuscus, hajomaylandi, lanisticola, livingstonii, lombardoi, longior, lucerna, macrophthalmus, microstoma, minutus, modestus, novemfasciatus, purpuratus, saulosi, socolofi, tropheops, tursiops, williamsi, zebra

Maylandia: Maylandia aurora, barlowi, benetos, callainos, crabro, cyneusmarginatus, elegans, emmiltos, estherae, fainzilberi, greshakei, hajomaylandi, heteropicta, chrysomallos, lanisticola, livingstoni, lombardoi, mbenji, melabranchion, phaeos, pursa, pyrsonotus, thapsinogen, xanstomachus, zebra

Melanochromis: Melanochromis auratus, baliodigma, benetos, brevis, chipokae, cyaneorhabdos, dialeptos, elastodema, heterochromis, interruptus, joanjohnsonae, johannii, labrosus, lepidiadaptes, loriae, maingano, melanopterus, mellitus, parallelus, perileucos, perspicax, robustus, simulans, vermivorus, xanthodigma

Utaka cichlidy: žijúce vo voľnej vode: Alticorpus, Aristochromis, Aulonocara, Buccochromis, Caprichromis, Champsochromis, Cheilochromis, Chilotilapia, Chromis, Placidochromis, Copadichromis, Corematodus, Ctenopharynx, Cyrtocara, Dimidiochromis, Diplotaxodon, Docimodus, Eclectochromis, Exochochromis, Fossorochromis, Haplochromis, Hemitaeniochromis, Hemitilapia, Lethrinops, Lichnochromis, Mylochromis, Naevochromis, Nimbochromis, Nyassachromis, Otopharynx, Pallidochromis, Placidochromis, Platyhnathochromis, Protomelas, Pseudohaplochromis, Pseudocrenilabrus, Rhamphochromis, Sciaenochromis, Stigmatochromis, Taeniolethrinops, Tramitichormis, Tyrannochromis.

Tanganické cichlidy


Tanganyika-Cichliden


Altolamprologus: Altolamprologus calvus, compressiceps, fasciatus, sumbu

Juhoamerické cichlidy

Sůdamerikanische Buntbarsche


Aequidens: Aequidens awani, biseriatus, chimantanus, coeruleopunctatus, diadema, dorsiger, duopunctatus, epae, geayi, gerciliae, hoehnei, latifrons, maronii, mauesanus, metae, michaeli, pallidus, paloemeuensis, patricki, plagiozonatus, portalegrensis, potaroensis, pulcher, pulchrus, rivulatus, rondoni, sapayensis, tetramerus

Apistogramma: Apistogramma agassizii, black, amoenum, arua, bitaeniata, borellii, brevis, cacatuoides, caetei, commbrae, cruzi, diplotaenia, elizabethae, eunotus, geisleri, gephyra, gibbiceps, gossei, hippolytae, hoignei, hongsloi, inconspicua, iniridae, juruensis, linkei, luelingi, maciliensis, macmasteri, meinkeni, moae, nijsseni, norberti, ortmanni, pandurini, parva, paucisquamis, payaminonis, personata, pertense, piauiensis, pleurotaenia, pulchra, regani, resticulosa, roraimae, rupununi, staecki, steindachneri, taeniatum, trifasciata, uaupesi, urteagai, viejita, viejita red, viejita snickers

Archocentrus: Archocentrus centrarchus, cutteri, nanoluteus, nigrofasciatus, sajica, spilurus

Živorodky žijú v južnej časti Severnej Ameriky, v Strednej a Južnej Amerike a malá časť v Juhovýchodnej Ázii. Čo sa týka vymedzenia skupiny „“ tak narazíme na problém umelo vytvorenej skupiny, ktorá nemá jasné taxonomické odôvodnenie. Je to skôr funkčná skupina, alebo fyziologická. Predstavujú štyri čeľade: Goodeidae, Anablepidae, Poeciliidae (patriace do radu Cyprinodontiformes), Hemiramphidae (patriace medzi Beloniformes). Medzi tzv. živorodkami nájdeme pomerne dosť druhov, ktoré sa živorodosťou nevyznačujú. Viac v samostatnom článku. sú vďačné ryby najmä svojím spoločenským správaním. Horšie je to už z ich rozmnožovaním – pochádzajú zväčša z Južnej Ameriky, z povodia Amazonu, kde sú podmienky pomerne homogénne a špecifické. Mnoho tetier žije v kyslej vode, z nízkou hladinou vápnika a horčíka, ale častokrát z vyšším obsahom ostatných iónov. Pre účely akvaristu sa teda najmä pre hodí voda v rozsahu pH 6 – 6,8, nie je výnimkou aj 4.5 – 5, celková tvrdosť maximálne do 10 °dGH, uhličitanová tvrdosť 0 – 5 °dKH, vodivosť 200 – 450 µS. Ikry tetier sú zväčša náchylné na svetlo. Vytieraciu nádrž a predovšetkým ikry po trení je vhodné zatemniť. Dvom druhom Paracheirodon innesi a Paracheirodon axelrodi sa venujem podrobnejšie. Tetry sa vyslovene hodia do spoločenského , kde sa ak ich je dostatok veľmi pekne prejaví ich hejnovité . Myslím, že nemusí to byť ani nadšenec pre ryby, ale každému sa zapáči keď pozoruje ako sa naraz pohne 50 neóniek červených, alebo hoci tetier citrónových. Rod Astyanax: Astyanax abramis, abramoides, acanthogaster, aeneus, albeolus, alburnus, altiparanae, angustifrons, anterior, anteroides, armandoi, asymmetricus, atratoensis, bimaculatus, bourgeti, brevirhinus, cordovae, daguae, eigenmanniorum, essequibensis, fasciatus, festae, filiferus, giton, goyacensis, gracilior, guaporensis, guianensis, gymnogenys, integer, jordani, keithi, kennedyi, kullanderi, leopoldi, lineatus, longior, magdalenae, marionae, maroniensis, maximus, megaspilura, metae, meunieri, mexicanus, microlepis, mucronatus, multidens, mutator, myersi, nasutus, nicaraguensis, ocellatus, orthodus, paraguayensis, paranahybae, pinnatus, poetzschkei, polylepis, potaroensis, regani, ribeirae, ruberrimus, saltor, scabripinnis, schubarti, scintillans, scologaster, stilbe, superbus, symmetricus, taeniatus, trierythropterus, validus, venezuelae, zonatus. 


Lebendgebärende Zahnkarpfen, auch als „živorodky“ bekannt, leben im südlichen Teil Nordamerikas, in Mittel- und Südamerika sowie in einem kleinen Teil Südostasiens. Die Gruppe „živorodky“ stößt jedoch auf das Problem einer künstlich geschaffenen Gruppierung, die keine klare taxonomische Begründung hat. Es handelt sich eher um eine funktionale oder physiologische Gruppe. Sie umfasst vier Familien: Goodeidae, Anablepidae, Poeciliidae (gehört zur Ordnung Cyprinodontiformes) und Hemiramphidae (gehört zu den Beloniformes). Unter den sogenannten „živorodky“ gibt es viele Arten, die sich nicht durch Lebendgeburt auszeichnen. Mehr dazu in einem separaten Artikel.

Tetras sind dankbare Fische, besonders wegen ihres sozialen Verhaltens. Es wird jedoch schwieriger, wenn es um ihre Fortpflanzung geht. Sie stammen größtenteils aus Südamerika, aus dem Amazonas-Einzugsgebiet, wo die Bedingungen ziemlich homogen und spezifisch sind. Viele Tetras leben in saurem Wasser mit niedrigem Gehalt an Kalzium und Magnesium, aber oft mit einem höheren Gehalt an anderen Ionen. Für die Zucht ist daher Wasser im Bereich von pH 6-6,8, gelegentlich auch 4,5-5, Gesamthärte maximal 10 °dGH, Karbonathärte 0-5 °dKH, Leitfähigkeit 200-450 µS am besten geeignet. Tetra-Eier sind in der Regel lichtempfindlich. Es ist ratsam, das Laichbecken und besonders die Eier nach dem Ablaichen abzudecken.

Ich befasse mich genauer mit zwei Arten, Paracheirodon innesi und Paracheirodon axelrodi. Tetras eignen sich besonders gut für Gemeinschaftsaquarien, in denen ihr schwarmartiges Verhalten gut zur Geltung kommt. Ich denke, man muss kein Fischliebhaber sein, um es zu schätzen, wenn man sieht, wie sich 50 Rote Neons oder Zitronentetras gleichzeitig bewegen. Die Gattung Astyanax umfasst Arten wie Astyanax abramis, abramoides …


Kaprozúbky – halančíky sú druhy Ameriky, Afriky, ktoré žijú v periodických vodách, najmä v Južnej Amerike často doslova v kalužiach, ktoré sú v období dažďov zaliate vodou a v období sucha vysychajú. Tieto ryby sa teda často dožívajú iba jediný rok. Africké druhy sú aj 2 až 4 ročné. Typické kaprozúbky nakladú ikry, ktoré jednoducho neskôr vyschnú. Impulz na vývoj zárodku donesie so sebou až opätovný dážď na začiatku obdobia dažďov. Simulácia tohto procesu je aj základom úspechu pri ich rozmnožovaní v zajatí, v našich nádržiach. Kaprozúbky, v Čechách označované ako halančíky sú blízke príbuzné živorodkám. Niektoré známe rody: Aphyosemion, Cynolebias, Epiplatys. Aphyosemion: Aphyosemion ahli, …


Halbschnäbler, auch als halančíky bekannt, sind Arten aus Amerika und Afrika, die in periodischen Gewässern leben, insbesondere in Südamerika oft buchstäblich in Pfützen, die in der Regenzeit überschwemmt und in der Trockenzeit ausgetrocknet sind. Diese Fische leben daher oft nur ein Jahr. Afrikanische Arten können auch 2 bis 4 Jahre alt werden. Typische Halbschnäbler legen Eier, die später einfach austrocknen. Der Impuls für die Embryoentwicklung erfolgt mit dem erneuten Regen zu Beginn der Regenzeit. Die Simulation dieses Prozesses ist auch die Grundlage für erfolgreiche Zucht in Gefangenschaft, in unseren Aquarien. Halbschnäbler, in Tschechien als halančíky bezeichnet, sind enge Verwandte der Lebendgebärenden Zahnkarpfen. Einige bekannte Gattungen sind: Aphyosemion, Cynolebias, Epiplatys. Aphyosemion: Aphyosemion ahli …


Kaprovité sú zväčša veľmi zvedavé ryby žijú najmä v juhovýchodnej Ázii, v Indii, v Číne. Rody Barbus, Capotea, Puntius. Niektoré ako napr. Puntius sa dokážu prispôsobiť aj pomerne chladnej vode. Mreny Barbus: Barbus ablabes, aboinensis, acuticeps, aeneus, afrohamiltoni, afrovernayi, albanicus, alberti, alluaudi, aloyi, altianalis altidorsalis, alvarezi, amanpoae, amatolicus, amboseli, amphigramma, andrewi, anema, annectens, anniae, anoplus, ansorgii, apleurogramma, apoensis, arabicus, arambourgi, arcislongae, argenteus, aspilus, aspius, atakorensis, atkinsoni, atromaculatus, bagbwensis, barbus, barnardi, barotseensis, batesii, baudoni, bawkuensis, bellcrossi, bifrenatus, bigornei, binotatus, boboi, bocagei, bourdariei, brachycephalus, brachygramma, brazzai, breviceps, brevidorsalis, brevilateralis, brevipinnis, brevispinis, brichardi, bynni, cadenati, calidus, callensis, callipterus, camptacanthus, candens, caninus, canis, capensis, capito, cardozoi, carens, castrasibutum, catenarius, caudosignatus, caudovittatus, cercops, chicapaensis, chiumbeensis, chlorotaenia, choloensis, ciscaucasicus, citrinus, claudinae, clauseni, codringtoni, collarti, comizo, compinei, condei, congicus, cyclolepis, dartevellei, deguidei, deserti, dialonensis, ditinensis, dorsolineatus, eburneensis, elephantis, ensis, erubescens, erythrozonus, esocinus, ethiopicus, euboicus, eurystomus, eutaenia, evansi, everetti, exulatus, fasciolatus, fasolt, foutensis, fritschii, gananensis, gestetneri, girardi, goktschaicus, graecus, graellsii, greenwoodi, gruveli, guildi, guineensis, guirali, guiraonis, gulielmi, gurneyi, haasi, haasianus, habereri, holotaenia, hospes, huloti, hulstaerti, humeralis, humilis, humphri, hypsolepis, inaequalis, innocens, intermedius, iturii, jacksoni, jae, janssensi, johnstonii, jubbi, kamolondoensis, kerstenii, kessleri, kimberleyensis, kissiensis, kuiluensis, lacerta, lagoensis, lamani, lateristriga, laticeps, lauzannei, leonensis, liberiensis, lineatus, lineomaculatus, litamba, longiceps, longifilis, loveridgii, luapulae, lucius, lufukiensis, luikae, lujae, lukindae, lukusiensis, luluae, macedonicus, machadoi, macinensis, macroceps, macrolepis, macrops, macrotaenia, magdalenae, malacanthus, manicensis, marequensis, mariae, marmoratus, martorelli, matthesi, mattozi, mawambi, mawambiensis, mbami, mediosquamatus, meridionalis, microbarbis, microcephalus, micronema, microterolepis, mimus, miolepis, mirabilis, mocoensis, mohasicus, motebensis, multilineatus, mungoensis, mursa, musumbi, myersi, nanningsi, nasus, natalensis, neefi, neglectus, neumayeri, nigeriensis, nigrifilis, nigroluteus, niokoloensis, nounensis, nyanzae, oligogrammus, oligolepis, olivaceus, owenae, oxyrhynchus, pagenstecheri, pallidus, paludinosus, papilio, parablabes, parajae, parawaldroni, paucisquamatus, pellegrini, peloponnesius, pentazona, perince, petchkovskyi, petitjeani, pierrei, pinnauratus, platyrhinus, plebejus, pleurogramma, pleuropholis, pobeguini, poechii, polylepis, prespensis, prionacanthus, progenys, pseudognathodon, pseudotoppini, puellus, pumilus, punctitaeniatus, pygmaeus, quadripunctatus, radiatus, raimbaulti, reinii, rhinophorus, rocadasi, rohani, rosae, roussellei, rouxi, roylii, ruasae, sachsi, sacratus, salessei, salmo, schoutedeni, schwanenfeldi, sclateri, serra, sexradiatus, somereni, somphongsi, speleops, stanleyi, stappersii, stauchi, steindachneri, stigmasemion, stigmatopygus, subinensis, sublimus, sublineatus, sylvaticus, syntrechalepis, taeniopleura, taeniurus, taitensis, tangandensis, tauricus, tegulifer, tetraspilus, tetrastigma, tetrazona, thamalakanensis, thysi, tiekoroi, titteya, tomiensis, tongaensis, toppini, trachypterus, traorei, treurensis, trevelyani, trimaculatus, trinotatus, trispiloides, trispilomimus, trispilopleura, trispilos, tropidolepis, tyberinus, unitaeniatus, urostigma, urotaenia, usambarae, vanderysti, viktorianus, viviparus, walkeri, wellmani, wurtzi, yeiensis, yongei, zalbiensis, zanzibaricus. Botia: Botia almorhae, beauforti, berdmorei, birdi, caudipunctata, dario, dayi, eos, guiliniensis, helodes, histrionica, hymenophysa, lecontei, lohachata, longidorsalis, longiventralis, macracanthus, modesta, morleti, nigrolineata, pulchra, reevesae, reversa, rostrata, sidthimunki, striata, superciliaris.


Die Karpfenfische sind in der Regel sehr neugierige Fische und leben hauptsächlich in Südostasien, Indien und China. Zu den Gattungen gehören Barbus, Capotea, Puntius. Einige, wie zum Beispiel Puntius, können sich auch an relativ kühles Wasser anpassen. Karpfenfische der Gattung Barbus.


Labyrintky možno označiť ako pokojné ryby. Druhy, ktoré na dýchanie používajú zvláštny aparát – labyrint. Žijú najmä v juhovýchodnej Ázii, kde je vo vode obrovské množstvo materiálu – organického materiálu, rastlín prisadnutých aj plávajúcich a v tropickej Afrike. Možno aj preto vzniklo také prispôsobenie, pretože kyslíka je v týchto vodách pomenej. sem aj populárne bojovnice (Betta), ktorých sa vyznačujú zaujímavý džentlmenský správaním pri boji medzi sokmi. Medzi nimi sú niektoré druhy papuľovce podobne ako je časté u cichlíd. Koliza je druh, ktorý rovnako stavia pri rozmnožovaní penové hniezda, ale ktorého poter patrí medzi najmenší na svete – pre jeho odchove je doporučená maximálna výška hladiny 10 cm. Niektoré známe rody: Trichogaster – gurama, Colisa, Betta – bojovnica. Belontia: Belontia hasselti, signata, Bojovnice Betta: Betta akarensis, albimarginata, anabatoides, balunga, bellica, breviobesus, brownorum, burdigala, channoides, chini, chloropharynx, coccina, dimidiata, edithae, enisae, foerschi, fusca, hipposideros, imbellis, livida, macrostoma, miniopinna, ocellata, patoti, persephone, pi, picta, pinguis, prima, pugnax, pulchra, renata, rubra, rutilans, schalleri, simorum, simplex, smaragdina, spilotogena, splendens, strohi, taeniata, tomi, tussyae, unimaculata, waseri Pancierniky – Callichtyidae sa rozdeľujú sa na dve podčeľade: Callichthyinae s rodmi: Callichthys, Hoplosternum, Megalechis, Lepthoplosternum, Dianema, ktorá obsahuje len hŕstku druhov a na obrovskú skupinu Corydoradinae s rodmi: Corydoras, Brochis, Aspidoras. Do prvej skupiny patria pomerne veľké druhy, ktoré tvoria podobne ako labyrintky penové hniezdo. Podčeľaď Corydoradinae ikry obyčajne lepí na substrát. Pancierniky sa často množia v praxi hromadne. Vyprovokuje ich výdatná strava (nitenky, prípadne patentky), často studená voda, čerstvá voda, znižovanie hladiny .


Labyrinthfische können als friedliche Fische betrachtet werden. Es handelt sich um Arten, die zum Atmen ein spezielles Organ – das Labyrinth – verwenden. Sie leben hauptsächlich in Südostasien, wo es eine riesige Menge an Material in Form von organischem Material gibt, darunter Pflanzen, die am Boden wachsen, sowie schwimmende Pflanzen, und in tropischem Afrika. Möglicherweise hat sich diese Anpassung deshalb entwickelt, weil in diesen Gewässern weniger Sauerstoff vorhanden ist. Dazu gehören auch die beliebten Kampffische (Betta), die sich durch interessantes Gentleman-Verhalten während Kämpfen zwischen Rivalen auszeichnen. Einige von ihnen haben Merkmale von Labyrinthfischen, ähnlich wie es bei Buntbarschen häufig der Fall ist. Der Colisa ist eine Art, die beim Laichen ebenfalls ein Schaumnest baut, aber deren Nachwuchs zu den kleinsten der Welt gehört – die maximale Wasserspiegelhöhe für die Aufzucht beträgt empfohlenerweise 10 cm. Einige bekannte Gattungen sind Trichogaster – Guramis, Colisa, Betta – Kampffische. Belontia: Belontia hasselti, signata, Kampffische Betta: Betta akarensis, albimarginata, anabatoides, balunga, bellica, breviobesus, brownorum, burdigala, channoides, chini, chloropharynx, coccina, dimidiata, edithae, enisae, foerschi, fusca, hipposideros, imbellis, livida, macrostoma, miniopinna, ocellata, patoti, persephone, pi, picta, pinguis, prima, pugnax, pulchra, renata, rubra, rutilans, schalleri, simorum, simplex, smaragdina, spilotogena, splendens, strohi, taeniata, tomi, tussyae, unimaculata, waseri Panzerwelse – Callichtyidae werden in zwei Unterfamilien unterteilt: Callichthyinae mit den Gattungen Callichthys, Hoplosternum, Megalechis, Lepthoplosternum, Dianema, die nur eine Handvoll Arten enthält, und die riesige Gruppe Corydoradinae mit den Gattungen Corydoras, Brochis, Aspidoras. Die erste Gruppe umfasst ziemlich große Arten, die ähnlich wie Labyrinthfische Schaumnester bauen. Die Unterfamilie Corydoradinae legt ihre Eier normalerweise an den Substraten. Panzerwelse vermehren sich oft in der Praxis in großen Gruppen. Ausgelöst wird dies durch reichhaltige Nahrung (Würmchen, gelegentlich Artemia), oft kühles Wasser, frisches Wasser und das Absenken des Wasserspiegels.


Z iných druhov

Jesetery: Acipenser: Acipenser baerii, baicalensis, brevirostrum, dabryanus, fulvescens, gueldenstaedtii, medirostris, mikadoi, multiscutatus, naccarii, nudiventris, oxyrinchus desotoi, oxyrinchus oxyrinchus, persicus, ruthenus, schrenckii, sinensis, stellatus, sturio, transmontanus

Klauni: Amphiprion: Amphiprion akallopisos, akindynos, allardi, bicinctus, chagosensis, chrysogaster, chrysopterus, clarkii, ephippium, frenatus, fuscocaudatus, latezonatus, latifasciatus, leucokranos, mccullochi, melanopus, nigripes, ocellaris, omanensis, percula, perideraion, polymnus, rubrocinctus, sandaracinos, sebae, thiellei, tricinctus

Prísavníky. Ancistrus: Ancistrus alga, baudensis, bodenhameri, bolivianus, brevifilis, brevipinnis, brown LDA 160, bufonius, calamita, caucanus, centrolepis, chagresi, cirrhosus, claro LDA 08, clementinae, cryptophthalmus, damasceni, dolichopterus, dubius, erinaceus, eustictus, formoso, fulvus, galani, gymnorhynchus, heterorhynchus, hoplogenys, jelskii, latifrons, leucostictus, lineolatus, lithurgicus, macrophthalmus, maculatus, malacops, maracasse, martini, mattogrossensis, megalostomus, melas, montanus, multispinis, nudiceps, occidentalis, occloi, pirareta, piriformis, punctatus, ranunculus, rothschildi, spinosus, stigmaticus, tamboensis, taunayi, tectirostris, temmincki, triradiatus, variolus


Störe: Acipenser: Acipenser baerii …
Clownfische (Anemonenfische): Amphiprion: Amphiprion akallopisos …
Saugmaulwelse (Harnischwelse): Ancistrus: Ancistrus alga …


Perhaps you have already encountered a situation where a breeder claimed that something is in the air. We ourselves know that weather, seasons, light conditions during the day and night have a significant impact on us. Similar statements can be heard or expressed when our fish are spawning, are inexplicably sick, or not doing well. This is related to biological processes, biorhythms that play an important role in the life of organisms, and should not be forgotten.

Let’s return analogically to humans – just imagine how you would behave if you couldn’t sleep or if you were locked up alone. One thing that aquarium hobbyists often don’t think about, but which also affects fish, is atmospheric pressure.

Biogeographic regions – main areas of fish and plant distribution.

Among the most well-known regions is the neotropical region – South America and North America. In South America, this includes the Orinoco, Amazon, Rio Negro – the area of the Echinodorus plant. In South America, you can find angelfish, discus, cichlids such as Apistogramma and peacock cichlids, tetra family, guppies, killifish, and Brochis and Corydoras catfish. Some catfish often live in relatively cold waters – 10 °C and reach impressive sizes – up to 50 cm.

North America: In Mexico, representatives of the livebearer genus Xiphophorus live – known as platies and swordtails.

Central America: If we distinguish this relatively specific region, you can find very interesting smaller cichlids and many other interesting species here.

Africa: Regions with plants like Aponogeton, Anubias include the Ethiopian region; Congo – Central Africa; Niger; Zambezi; Tanganyika – high content of sodium bicarbonate; Malawi – occurrence of mbuna cichlids – rock-dwelling fish and utaka cichlids – free-swimming fish; Victoria – many species of the Haplochrominae group.

Lake Malawi: The lake is located in the East African Rift Valley, where a future oceanic ridge is forming. It is one of the largest lakes in the world. It is home to predominantly cichlids, many of which are endemic species (found only there).

Lake Tanganyika: It is one of the largest lakes in the world and the second deepest after Lake Baikal. It is located in the East African Rift, and its average temperature during the year is around 23 °C. The lake is home to predominantly cichlids, including many endemic species and archaic fish forms.

Lake Victoria: A huge lake with a large number of cichlids, mainly belonging to the Haplochrominae group.

Southeast Asia: Rivers like the Mekong and Ganges are areas with a large number of plants such as Vesicularia, Cryptocoryne, Microsorium, and fish like danios, rasboras, loaches, and labyrinth fish.

Europe: The old continent does not provide as much joy for aquarium enthusiasts, except in coldwater aquariums. However, in several places in Slovakia, there are warm currents, usually of geothermal origin, which provide a narrower temperature range for the survival of subtropical and tropical species.

Sea: Marine environments such as the Pacific, Atlantic, Indian Ocean, Baltic Sea, Adriatic Sea, Caspian Sea, etc.

Cichlids – Cichlidae: Represent about 1600 species, making them the largest family of fish and one of the largest among all organisms. Cichlids live on three continents: in Africa – Pelvicachromis, Steatocranus, Haplochromis, Pseudotropheus, Tropheus in South America – Cichlasoma, Astronotus, Apistogramma in Asia – Etroplus.

Malawi Cichlids:

Aulonocara, Buccochromis, Pseudotropheus, Maylandia, Melanochromis, Utaka cichlids (Africana cichlids living in open water): Alticorpus, Aristochromis, Aulonocara, Buccochromis, Caprichromis, Champsochromis, Cheilochromis, Chilotilapia, Chromis, Placidochromis, Copadichromis, Corematodus, Ctenopharynx, Cyrtocara, Dimidiochromis, Diplotaxodon, Docimodus, Eclectochromis, Exochochromis, Fossorochromis, Haplochromis, Hemitaeniochromis, Hemitilapia, Lethrinops, Lichnochromis, Mylochromis, Naevochromis, Nimbochromis, Nyassachromis, Otopharynx, Pallidochromis, Placidochromis, Platyhnathochromis, Protomelas, Pseudohaplochromis, Pseudocrenilabrus, Pterochromis, Rhamphochromis, Sciaenochromis, Taeniolethrinops, Taeniochromis, Tramitichromis, Trematocranus, Tyrannochromis, Tyrannochromis, Placidochromis, Protomelas, Pseudohaplochromis, Pseudocrenilabrus, Pterochromis, Rhamphochromis, Sciaenochromis, Taeniolethrinops, Taeniochromis, Tramitichromis, Trematocranus, Tyrannochromis, Tyrannochromis, Pseudotropheus, Labidochromis, Iodotropheus, Nkhomo-benga, Labeotropheus, Tropheops, Labidochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Labeotropheus, Labeotropheus, Labeotropheus, Pseudotropheus, Labidochromis, Iodotropheus, Nkhomo-benga, Labeotropheus, Tropheops, Labidochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Labeotropheus, Labeotropheus, Labeotropheus, Pseudotropheus, Labidochromis, Iodotropheus, Nkhomo-benga, Labeotropheus, Tropheops, Labidochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Labeotropheus, Labeotropheus, Labeotropheus, Pseudotropheus, Labidochromis, Iodotropheus, Nkhomo-benga, Labeotropheus, Tropheops, Labidochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbochromis, Nimbostatus, Nimbochromis, Nimbochromis, Labeotropheus, Labeotropheus, Labeotropheus, Pseudotropheus, Labidochromis, Iodotropheus, Nkhomo-benga, Labeotropheus, Tropheops.

Tanganyika Cichlids:

As with Malawi, you can find a variety of cichlids here. The main difference is that the rock-dwelling cichlids, mbuna, are usually smaller and have more species than in Lake Malawi. However, you can also find larger predators here. Representatives: Julidochromis, Neolamprologus, Cyprichromis, Paracyprichromis, Lamprichthys, Haplochromis, Cyphotilapia, Petrochromis, Altolamprologus, Xenotilapia, Enantiopus, Opthalmotilapia, Eretmodus.

American Cichlids:

The American continent offers a rich variety of cichlids. Apistogramma, Crenicichla, Gymnogeophagus, Mikrogeophagus, Cichlasoma, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta, Crenicichla, Gymnogeophagus, Mikrogeophagus, Cichlasoma, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta, Crenicichla, Gymnogeophagus, Mikrogeophagus, Cichlasoma, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta, Crenicichla, Gymnogeophagus, Mikrogeophagus, Cichlasoma, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta, Apistogramma, Crenicichla, Gymnogeophagus, Mikrogeophagus, Cichlasoma, Aequidens, Cleithracara, Biotodoma, Laetacara, Nannacara, Crenicara, Ivanacara, Retroculus, Dicrossus, Mesonauta.

Asian Cichlids:

Etroplus, Etroplus suratensis (green chromide) – represents the only cichlid species in India.

Indian cichlid Etroplus maculatus is an endemic species to India.

Kribensis cichlid (Pelvicachromis pulcher): Found in the Niger Delta, Nigeria, and Cameroon.

Dwarf cichlids (Apistogramma, Mikrogeophagus, Nannacara, Taeniacara): They are found in South America, primarily in the Amazon River basin.

There is an incredible diversity of fish species across the globe, each adapted to its specific environment. It’s essential for aquarium hobbyists to understand the natural habitats of the fish they keep to provide the best possible care and replicate those conditions as closely as possible in the aquarium.

Akvaristika

Kyslík v živote rýb – pozitíva i negatíva

Hits: 14345

Autor príspevku: Róbert Toman

Pozitívne pôsobenie kyslíka na živé organizmy je všeobecne známe. potrebujú k svojmu životu kyslík rovnako ako suchozemské , hoci spôsob ich dýchania je úplne odlišný. Keďže nemajú pľúca, kyslík musí prenikať z do krvi priamo cez tkanivá, ktoré sú v priamom kontakte s vodou, teda cez žiabre. Kyslík, ktorý má difundovať do krvi cez žiabre musí byť samozrejme rozpustený, pretože ryby nemajú schopnosť prijímať kyslík vo forme bubliniek. Odchyt rýb, transport a ich v zajatí má vážne metabolické nároky v mozgu, svaloch, srdci, žiabrach a ďalších tkanivách. Všeobecne ich nazývame stres, ale fyziologická situácia je omnoho komplikovanejšia. Stres spojený s odchytom a vypustením rýb do iného prostredia môže prispieť k úmrtnosti rýb. Pochopenie energetického metabolizmu rýb a faktorov, ktoré ho ovplyvňujú sú dôležité pre správne zaobchádzanie s rybami ich ošetrenie po odchyte. Pred zhodnotením rizík, ktoré súvisia s kyslíkom vo vode a pre ich pochopenie si priblížme aspoň v krátkosti fyziologické pochody spojené s funkciou kyslíka v organizme rýb.

Energetický metabolizmus a potreba kyslíka

Energia, ktorá sa používa na zabezpečenie všetkých bunkových funkcií sa získava z adenozíntrifosfátu (ATP). Je potrebný na kontrakcie svalov, vedenie nervových impulzov v mozgu, činnosť srdca, na príjem kyslíka žiabrami atď. Ak bunka potrebuje energiu, rozpojením väzieb v ATP sa uvoľní energia. Vedľajším produktom tejto reakcie je adenozíndifosfát (ADP) a anorganický fosfát. V bunke ADP a fosfát môžu znova reagovať cez komplikované metabolické deje a tvorí sa ATP. Väčšina sladkovodných rýb potrebuje veľké množstvo kyslíka v prostredí. Tento kyslík je potrebný hlavne ako „palivo“ pre biochemické mechanizmy spojené s procesmi cyklu energie. Energetický metabolizmus, ktorý je spojený s kyslíkom je vysoko účinný a zabezpečuje trvalé dodávanie energie, ktorú potrebuje ryba na základné fyziologické funkcie. Tento metabolizmus sa označuje aeróbny metabolizmus.

Nie všetka produkcia energie vyžaduje kyslík. Bunky majú vyvinutý mechanizmus udržiavať dodávku energie počas krátkeho obdobia, keď je hladina kyslíka nízka (hypoxia). Anaeróbny alebo hypoxický energetický metabolizmus je málo účinný a nie je schopný produkovať dostatok energie pre tkanivá počas dlhého obdobia. Ryby potrebujú konštantný prísun energie. K tomu potrebujú stále a dostatočné množstvo kyslíka. Nedostatok kyslíka rýchlo zbavuje ryby energie, ktorú potrebujú k životu. Ryby sú schopné plávať nepretržite na dlhé vzdialenosti bez únavy v značnej rýchlosti. Tento typ plávania ryby využívajú pri normálnom plávaní a na dlhé vzdialenosti. Svaly, ktoré sa na tomto pohybe podieľajú, využívajú veľké množstvo kyslíka na syntézu energie. Ak majú ryby dostatok kyslíka, nikdy sa neunavia pri dlhodobom plávaní. Rýchle, prudké a vysoko intenzívne plávanie trvá normálne iba niekoľko sekúnd, prípadne minút a končí fyzickým stavom vyčerpania. Tento typ plávania využívajú ryby pri love, migrácii proti prúdu alebo pri úteku. Tento typ pohybu úplne vyčerpá energetické zásoby. Obnova môže trvať hodiny, niekedy aj dni, čo závisí na prístupnosti kyslíka, trvaní rýchleho plávania a stupni vyčerpania energetických zásob. Ak sa napríklad ryba, ktorá bola pri odchyte úplne zbavená energie, umiestni do inej , potrebuje množstvo kyslíka a pokojné miesto, kde by obnovila zásoby energie. Ak sa však umiestni do nádoby, kde je málo kyslíka, nedokáže obnoviť energiu a skôr či neskôr hynie. Nie nedostatok kyslíka zabíja rybu, ale nedostatok energie a neschopnosť obnoviť energetické zásoby. Je jasné, že to sú podmienky, ktoré extrémne stresujú ryby.

Faktory ovplyvňujúce obnovu energie

Spolu so stratou energetických zásob počas rýchleho plávania narastá v tkanivách a krvi hladina laktátu. Keďže sa jedná o kyselinu, produkuje ióny vodíka, ktoré znižujú pH tkanív a dodávanie energie do bunky. Tiež zvyšuje vyplavovanie dôležitých metabolitov z bunky, ktoré sú potrebné pri obnove energie. Vylučovanie laktátu a obnova normálnej funkcie buniek môže trvať od 4 do 12 hodín. Pri tomto procese hrá dôležitú úlohu veľkosť tela, vody, tvrdosť a pH vody a dostupnosť kyslíka.

  • Veľkosť tela – existuje pozitívna korelácia medzi anaeróbnym energetickým metabolizmom a potrebou energie. Väčšie ryby teda potrebujú viac energie na rýchle plávanie. To spôsobuje vyšší výdaj energie a dlhší obnovy
  • Teplota vody – vylučovanie laktátu a iných metabolitov výrazne ovplyvňuje teplota vody. Väčšie zmeny teploty výrazne ovplyvňujú schopnosť rýb obnoviť energetické zásoby. Je preto potrebné sa vyvarovať veľkým zmenám teploty, ktoré znižujú schopnosť obnovy energie.
  • Tvrdosť vody – zníženie tvrdosti vody má dôležitý účinok na metabolizmus a acidobázickú rovnováhu krvi. Väčšina prác sa zaoberala vplyvom na morské druhy a nie je úplne jasné, či sú tieto výsledky prenosné aj na sladkovodné ryby. Keď sú sladkovodné ryby stresované, preniká cez bunkové membrány, hlavne žiabier a krv je redšia. Toto zriedenie krvi zvyšuje nároky na udržiavanie rovnováhy solí v organizme, čiže udržiavanie osmotickej rovnováhy. Viac sa dočítate nižšie.
  • pH vody – v kyslejšom prostredí sú ryby schopné obnoviť energiu rýchlejšie. Vyššie pH tento proces výrazne spomaľuje, čo je rizikové pre druhy vyžadujúce vyššie pH, ako napr. africké jazier a .

Regulácia osmotického tlaku – udržiavanie rovnováhy solí stresovaných rýb

Regulácia hladiny solí je základom života. Štruktúra a funkcia bunky úzko súvisí s vodou a látok v nej rozpustených. Ryba používa značnú energiu na kontrolu zloženia vnútrobunkových a mimobunkových tekutín. U rýb táto osmoregulácia spotrebuje asi 25 – 50% celkového metabolického výdaja, čo je pravdepodobne najviac spomedzi živočíchov. Mechanizmus, ktorý ryby využívajú na udržiavanie rovnováhy solí je veľmi komplikovaný a extrémne závislý na energii. Pretože účinnosť anaeróbneho energetického metabolizmu je iba na úrovni 1/10 energetického metabolizmu v prostredí bohatom na kyslík, energetická potreba pre osmoreguláciu tkanív nie je možná iba anaeróbnym energetickým metabolizmom. Rýchly pokles hladiny ATP v bunke spôsobuje spomalenie až zastavenie funkcie bunkových iónových púmp, ktoré regulujú solí cez bunkovú membránu. Prerušenie činnosti iónovej pumpy spôsobuje stratu rovnováhy iónov v bunke a dochádza k riziku smrti bunky a ryby.

Sladkovodné aj morské ryby trvalo čelia nutnosti iónovej a osmotickej regulácie. Sladkovodné ryby, ktorých koncentrácia iónov v tkanivách je omnoho vyššia ako vo vode, musia regulovať príjem a stratu vody cez priepustné epiteliálne tkanivá a močom. Tieto ryby produkujú veľké množstvo moču, ktorého denné množstvo tvorí 20% hmotnosti tela. Obličky rýb sú vysoko účinné v odstraňovaní vody z tela a sú takisto účinné aj v zadržiavaní solí v tele. Zatiaľ čo veľmi malé množstvo preniká do moču, väčšina osmoregulačných dejov sa zabezpečuje žiabrami. Sodík je hlavný ión tkanív. Transport sodíka cez bunkovú membránu je vysoko závislý na energii a umožňuje ho enzým Na/K-ATP-áza. Tento enzým sa nachádza v bunkovej membráne a využíva energiu, ktorú dodáva ATP na prenos sodíka jedným smerom cez bunkovú membránu. Draslík sa pohybuje opačným smerom. Tento proces umožňuje svalovú kontrakciu, poskytuje elektrochemický gradient potrebný na činnosť srdca a umožňuje prenos všetkých signálov v mozgu a nervoch. Väčšina osmoregulácie u rýb sa deje v žiabrach a funguje nasledovne: Čpavok sa tvorí ako odpadový produkt metabolizmu rýb. Keď sú ryby v pohybe, tvoria väčšie množstvo čpavku a ten sa musí vylúčiť z krvi. Na rozdiel od vyšších živočíchov, ryby nevylučujú čpavok močom. Čpavok a väčšina dusíkatých odpadových látok prestupuje cez membránu žiabier (asi 80 – 90%). Čpavok sa vymieňa pri prechode cez membránu žiabier za sodík. Takto sa znižuje množstvo čpavku v krvi a zvyšuje sa jeho koncentrácia v bunkách žiabier. Naopak, sodík prechádza z buniek žiabier do krvi. Aby sa nahradil sodík v bunkách žiabier a obnovila sa rovnováha solí, bunky žiabier vylúčia čpavok do vody a vymenia ho za sodík z vody. Podobným spôsobom sa vymieňajú chloridové ióny za bikarbonát. Pri dýchaní je vedľajší produkt CO2 a voda. Bikarbonát sa tvorí, keď CO2 z bunkového dýchania reaguje s vodou v bunke. Ryby nemôžu, na rozdiel od suchozemských živočíchov, vydýchnuť CO2 a miesto toho sa zlučuje s vodou a tvorí sa bikarbonátový ión. Chloridové ióny sa dostávajú do bunky a bikarbonát von z bunky do vody. Týmto spôsobom sa zamieňa vodík za sodík, čím sa napomáha kontrole pH krvi.

Tieto dva mechanizmy výmeny iónov sa nazývajú absorpcia a sekrécia a vyskytujú sa v dvoch typoch buniek žiabier, respiračných a chloridových. Chloridové bunky vylučujú soli, sú väčšie a vyvinutejšie u morských druhov rýb. Respiračné bunky, ktoré sú potrebné pre výmenu plynov, odstraňovanie dusíkatých odpadových produktov a udržiavanie acidobázickej rovnováhy, sú vyvinutejšie u sladkovodných rýb. Sú zásobované arteriálnou krvou a zabezpečujú výmenu sodíka a chloridov za čpavok a bikarbonát. Tieto procesy sú opäť vysoko závislé na prístupnosti energie. Ak nie je dostatok energie na fungovanie iónovej pumpy, nemôže dochádzať k ich výmene a voda „zaplaví“ bunky difúziou a to spôsobí smrť rýb.

Dôsledky nedostatku kyslíka v procese osmoregulácie

Len niekoľko minút nedostatku kyslíka, membrána buniek mozgu stráca schopnosť kontrolovať rovnováhu iónov a uvoľňujú sa neurotransmitery, ktoré urýchľujú vstup vápnika do bunky. Zvýšená hladina vápnika v bunkách spúšťa množstvo degeneratívnych procesov, ktoré vedú k poškodeniu nervovej sústavy a k smrti. Tieto procesy zahŕňajú poškodenie DNA, dôležitých bunkových proteínov a bunkovej membrány. Tvoria sa voľné radikály a oxid dusitý, ktoré poškodzujú bunkové organely. Podobné procesy sa dejú aj v iných orgánoch (pečeň, svaly, srdce a krvné bunky). Ak sa dostane do bunky vápnik, je potrebné veľké množstvo energie na jeho odstránenie kalciovými pumpami, ktoré vyžadujú ATP. Ďalší dôsledok hypoxie je uvoľňovanie hormónov z hypofýzy, z ktorých u rýb prevažuje prolaktín. Uvoľnenie tohto hormónu ovplyvňuje priepustnosť bunkovej membrány v žiabrach, koži, obličkách, čreve a ovplyvňuje mechanizmus transportu iónov. Jeho uvoľnenie napomáha regulácii rovnováhy vody a iónov znižovaním príjmu vody a zadržiavaním dôležitých iónov, hlavne Na+ a Cl-. Tým pomáha udržiavať rovnováhu solí v krvi a v tkanivách a bráni nabobtnaniu rýb vodou.

Najväčšia hrozba pre sladkovodné ryby je strata iónov difúziou do vody, skôr než vylučovanie nadbytku vody. Hoci regulácia rovnováhy vody môže mať význam, je sekundárna vo vzťahu k zadržiavaniu iónov. Prolaktín znižuje osmotickú priepustnosť žiabier zadržiavaním iónov a vylučovaním vody. Zvyšuje tiež vylučovanie hlienu žiabrami, čím napomáha udržiavať rovnováhu iónov a vody tým, že zabraňuje prechodu molekúl cez membránu. U rýb, ktoré boli stresované chytaním, prudkým plávaním, sa z tkanív odčerpáva energia a trvá niekoľko hodín až dní, kým sa jej zásoby obnovia. Anaeróbny energetický metabolizmus nie je schopný to zabezpečiť v plnej miere a je potrebné veľké množstvo kyslíka. Ak je ho nedostatok, vedie to k úhynu rýb. Nemusia však uhynúť hneď. Rovnováha solí sa nemôže zabezpečiť bez dostatku kyslíka.

Potreba kyslíka

Kyslík je hlavným faktorom, ktorý ovplyvňuje prežitie rýb v strese. Nie teplota vody ani hladina soli. Predsa však je teplota hlavný ukazovateľ toho, koľko kyslíka vo vode je pre ryby dostupného a ako rýchlo ho budú môcť využiť. Maximálne množstvo rozpusteného kyslíka vo vode sa označuje hladina saturácie. Táto klesá so stúpaním teploty. Napr. pri teplote 20 °C je voda nasýtená kyslíkom pri jeho koncentrácii 8,9 mg/l, pri 26 °C je to pri koncentrácii 8 mg/l a pri 32 °C len 7,3 mg/l. Pri vyšších teplotách sa zvyšuje metabolizmus rýb a rýchlejšie využívajú aj kyslík. Koncentrácia kyslíka pod 5 mg/l pri 26 °C môže byť rýchlo smrteľná.

Vzduch a kyslík vo vode – môže aj škodiť. Pri chove cichlíd sa často chovateľ snaží zabezpečiť maximálne prevzdušnenie vody veľmi silným vzduchovaním. Niektorí využívajú možnosti prisávania vzduchu pred vyústením vývodu interného alebo externého filtra, iní používajú samostatné vzduchové kompresory, ktorými vháňajú vzduch do vody cez vzduchovacie s veľmi jemnými pórmi. Oba spôsoby vzduchovania sú schopné vytvoriť obrovské množstvo mikroskopických bubliniek. Veľkosť bublín kyslíka alebo vzduchu môže významne zmeniť chémiu vody, stupeň prenosu plynov a koncentráciu rozpustených plynov. Riziko poškodenia zdravia a úhynu rýb vzniká najmä pri transporte v uzavretých nádobách, do ktorých sa vháňa vzduch alebo kyslík pod tlakom. Určité riziko však vzniká aj pri nadmernom jemnom vzduchovaní v akváriách. Mikroskopické bublinky plynu sa môžu prilepiť na žiabre, skrely, kožu a oči a spôsobovať traumu a plynovú embóliu. Poškodenie žiabier a plynová embólia negatívne ovplyvňujú zdravie rýb a prežívateľnosť, obmedzujú výmenu plynov pri dýchaní a vedú k hypoxii, zadržiavaniu CO2 a respiračnej acidóze. Čistý kyslík je účinné oxidovadlo. Mikroskopické bublinky obsahujúce čistý kyslík sa môžu prichytiť na lístky žiabier, vysušujú ich, dráždia, oxidujú a spôsobujú chemické popálenie jemného epiteliálneho tkaniva. Ak voda vyzerá mliečne zakalená s množstvom miniatúrnych bublín, ktoré sa prilepujú na skrely a žiabre alebo na vnútorné steny nádoby, je potrebné tieto podmienky považovať za potenciálne toxické a všeobecne nezdravé pre ryby. Ak je pôsobenie plynu v tomto stave dlhšie trvajúce a parciálny tlak kyslíka sa pohybuje okolo 1 atmosféry (namiesto 0,2 atm., ako je vo vzduchu), šanca prežitia pre ryby klesá. Stlačený vzduch je vhodný, ak sa dopĺňa kontinuálne v rozmedzí bezpečnej koncentrácie kyslíka, ale pôsobením stlačeného vzduchu alebo dodávaného pod vysokým parciálnym tlakom vo vode, môžu ryby prestať dýchať, čím sa zvyšuje koncentrácia CO2 v ich organizme. To môže viesť k zmenám acidobázickej rovnováhy (respiračnej acidózy) v organizme rýb a zvyšovať úhyn. Čistý stlačený kyslík obsahuje 5-násobne vyšší obsah kyslíka ako vzduch. Preto je potreba jeho dodávania asi 1/5 pri čistom kyslíku oproti zásobovaniu vzduchom. Veľmi malé bubliny kyslíka sa rozpúšťajú rýchlejšie než väčšie, pretože majú väčší povrch vzhľadom k objemu, ale každá plynová bublina potrebuje na rozpustenie vo vode dostatočný priestor. Ak tento priestor chýba alebo je nedostatočný, mikrobubliny môžu zostať v suspenzii vo vode, prichytávajú sa k povrchom predmetov vo vode alebo pomaly stúpajú k hladine.

Mikroskopické bublinky plynu sa rozpúšťajú vo vode rýchlejšie a dodávajú viac plynu do roztoku než väčšie bubliny. Tieto podmienky môžu presycovať vodu kyslíkom, ak množstvo bubliniek plynu tvorí „hmlu“ vo vode a zostávajú rozptýlené (v suspenzii) a kyslík s vysokým tlakom môže byť toxický kvôli tvorbe voľných radikálov. Mikroskopické vzduchové bublinky môžu tiež spôsobiť plynovú embóliu. Arteriálna plynová embólia a emfyzém tkanív môžu byť reálne a tvoria nebezpečenstvo najmä pri transporte živých rýb. Je preto potrebné sa vyhnúť suspenzii plynových bublín v transportnej vode. Problém arteriálnej plynovej embólie počas transportu vzniká aj preto, že ryby nemajú možnosť sa potopiť do väčšej hĺbky (ako to robia ryby vypustené do jazera), kde je vyšší tlak vody, ktorý by rozpustil jemné bublinky v obehovom systéme. Dva kľúčové body zlepšujú pohodu veľkého počtu odchytených a stresovaných rýb pri transporte:

  • Zvýšiť parciálny tlak O2 nad nasýtenie stlačeným kyslíkom a dodanie dosť veľkých bublín, aby unikli povrchom vody. Vzduch tvorí najmä dusík a mikroskopické bublinky dusíka tiež môžu prilipnúť na žiabre. Bublinky akéhokoľvek plynu prichytené na žiabre môžu ovplyvniť dýchanie a narušiť zdravie rýb. Ak sa transportujú ryby vo vode presýtenej bublinkami, vzniká pravdepodobnosť vzniku hypoxie, hyperkarbie, respiračnej acidózy, ochorenia a smrti.
  • Zvýšiť slanosť vody na 3-5 mg/l. Soľ (stačí aj neiodidovaná NaCl) je vhodná pri transporte rýb. V strese ryby strácajú ióny a toto môže byť pre ne viac stresujúce. Energetická potreba transportu iónov cez membrány buniek môže predstavovať významnú stratu energie vyžadujúcu ešte viac kyslíka. Transport rýb v nádobách, ktoré obsahujú hmlu mikroskopických bublín, môžu byť nebezpečná pre transportované ryby zvyšovaním možnosti oneskorenej smrti po vypustení. Ryby transportované v akoby mliečne zakalenej vode sú stresované, dochádza k ich fyzickému poškodeniu, zvyšuje sa citlivosť k infekciám, ochoreniu a úhyn po vypustení po transporte. Po vypustení rýb, ktoré prežili prvotný toxický vplyv kyslíka, po transporte môžu byť kvôli poškodeným žiabram citlivejšie na rôzne patogény a následne sa môže vyskytovať zvýšený úhyn počas niekoľkých dní až týždňov po transporte. Veľmi prevzdušnená voda neznamená prekysličená. Veľmi prevzdušnená voda je často presýtená plynným dusíkom, ktorý môže spôsobiť ochorenie. Mikroskopické bublinky obsahujúce najmä dusík, môžu spôsobiť emfyzém tkanív pri transporte, podobne, ako je tomu u potápačov.

Author of the post: Róbert Toman

The positive impact of oxygen on living organisms is generally well-known. Fish, like terrestrial vertebrates, need oxygen for their survival, although the way they breathe is entirely different. Since they lack lungs, oxygen must penetrate from the water into the blood directly through tissues that are in direct contact with the water, such as gills. Oxygen, which is supposed to diffuse into the blood through the gills, must be dissolved, as fish cannot take in oxygen in the form of bubbles. The capture, transportation, and captivity of fish have serious metabolic demands on the brain, muscles, heart, gills, and other tissues. We commonly refer to them as stress, but the physiological situation is much more complicated. Stress associated with the capture and release of fish into a different environment can contribute to fish mortality. Understanding the energy metabolism of fish and the factors that influence it is crucial for the proper handling and treatment of fish after capture. Before evaluating the risks associated with oxygen in the water and understanding them, let’s briefly outline the physiological processes related to the function of oxygen in the fish’s body.

Energy Metabolism and Oxygen Requirement

The energy used to ensure all cellular functions are performed is derived from adenosine triphosphate (ATP). It is required for muscle contractions, transmission of nerve impulses in the brain, heart activity, and oxygen intake through the gills, among other functions. When a cell needs energy, breaking the bonds in ATP releases energy. The by-products of this reaction are adenosine diphosphate (ADP) and inorganic phosphate. In the cell, ADP and phosphate can react again through complex metabolic processes to form ATP. Most freshwater fish require a significant amount of oxygen in their environment. This oxygen is needed primarily as „fuel“ for biochemical mechanisms associated with energy cycle processes. The energy metabolism associated with oxygen is highly efficient and ensures a continuous supply of energy needed for the fish’s basic physiological functions. This metabolism is referred to as aerobic metabolism.

Not all energy production requires oxygen. Cells have developed a mechanism to maintain energy supply during short periods when oxygen levels are low (hypoxia). Anaerobic or hypoxic energy metabolism is less efficient and cannot produce enough energy for tissues over a long period. Fish need a constant supply of energy, requiring a continuous and sufficient amount of oxygen. Oxygen deficiency quickly deprives fish of the energy they need to live. Fish are capable of swimming continuously for long distances without fatigue at considerable speed. They use this type of swimming during normal activity and for long-distance travel. The muscles involved in this movement utilize a large amount of oxygen for energy synthesis. If fish have enough oxygen, they never tire during prolonged swimming. Rapid, intense swimming lasts normally only a few seconds or minutes and ends in a state of physical exhaustion. Fish use this type of movement during hunting, upstream migration, or escape. This type of movement completely depletes energy reserves. Recovery can take hours, sometimes even days, depending on oxygen availability, the duration of rapid swimming, and the degree of depletion of energy reserves. For example, if a fish completely depleted of energy during capture is placed in another tank, it needs a significant amount of oxygen and a calm place to replenish energy reserves. However, if placed in a container with low oxygen, it cannot restore energy and sooner or later dies. It is clear that these are conditions that extremely stress fish.

Factors Influencing Energy Recovery

Along with the depletion of energy reserves during rapid swimming, the levels of lactate in tissues and blood increase. As lactate is an acid, it produces hydrogen ions that lower the pH of tissues and impede the delivery of energy to the cell. It also increases the efflux of important metabolites from the cell, necessary for energy recovery. The elimination of lactate and the restoration of normal cell function can take from 4 to 12 hours. In this process, body size, water temperature, water hardness and pH, and oxygen availability play crucial roles.

  • Body Size: There is a positive correlation between anaerobic energy metabolism and energy demand. Larger fish, therefore, require more energy for rapid swimming. This results in higher energy expenditure and a longer recovery time.
  • Water Temperature: The excretion of lactate and other metabolites is significantly influenced by water temperature. Substantial changes in temperature significantly affect the fish’s ability to replenish energy reserves. It is necessary to avoid large temperature fluctuations, which reduce the ability to recover energy.
  • Water Hardness: Decreasing water hardness has a significant effect on metabolism and the acid-base balance of blood. Most studies have focused on the impact on marine species, and it is not entirely clear whether these results are transferable to freshwater fish. When freshwater fish are stressed, water penetrates through cell membranes, especially gills, and the blood becomes diluted. This blood dilution increases the demands on maintaining salt balance in the body, i.e., maintaining osmotic balance. More information on this is provided below.
  • Water pH: In an acidic environment, fish can recover energy more quickly. Higher pH significantly slows down this process, which poses a risk for species requiring higher pH, such as African cichlids from the Malawi and Tanganyika lakes.

Osmotic Pressure Regulation – Maintaining Salt Balance in Stressed Fish

Regulation of salt levels is fundamental to life. The structure and function of cells are closely related to the water and dissolved substances within them. Fish expend significant energy to control the composition of intracellular and extracellular fluids. In fish, osmoregulation consumes about 25-50% of the total metabolic expenditure, likely the highest among animals. The mechanism fish use to maintain salt balance is highly complex and extremely energy-dependent. Since the efficiency of anaerobic energy metabolism is only about 1/10 of the energy metabolism in an oxygen-rich environment, the energy requirement for tissue osmoregulation is not feasible through anaerobic energy metabolism alone. A rapid decrease in ATP levels in the cell slows down or stops the function of cellular ion pumps that regulate the movement of salts across the cell membrane. The interruption of ion pump activity leads to an imbalance of ions in the cell, posing a risk of cell and fish death.

Both freshwater and marine fish constantly face the need for ion and osmotic regulation. Freshwater fish, with ion concentrations in tissues much higher than in water, must regulate water intake and loss through permeable epithelial tissues and urine. These fish produce a large amount of urine, with daily amounts constituting 20% of body weight. Fish kidneys are highly efficient in removing water from the body and are also effective in retaining salts. While very little salt penetrates into the urine, most osmoregulatory processes are facilitated by the gills. Sodium is the main ion in tissues. The transport of sodium across the cell membrane is highly dependent on energy and is facilitated by the enzyme Na/K-ATPase. This enzyme is located in the cell membrane and uses the energy supplied by ATP to transport sodium unidirectionally across the cell membrane. Potassium moves in the opposite direction. This process enables muscle contraction, provides the electrochemical gradient necessary for heart function, and allows the transmission of all signals in the brain and nerves. Most osmoregulation in fish occurs in the gills and works as follows: Ammonia is produced as a waste product of fish metabolism. When fish are in motion, a larger amount of ammonia is produced, and it must be excreted from the blood. Unlike higher animals, fish do not excrete ammonia through urine. Ammonia and most nitrogenous waste substances pass through the gill membrane (about 80-90%). As ammonia passes through the gill membrane, it is exchanged for sodium. This reduces the amount of ammonia in the blood and increases its concentration in gill cells. Conversely, sodium passes from gill cells to the blood. To replace sodium in gill cells and restore salt balance, gill cells excrete ammonia into the water and exchange it for sodium from the water. Similarly, chloride ions are exchanged for bicarbonate. During respiration, the byproduct is CO2 and water. Bicarbonate is formed when CO2 from cellular respiration reacts with water in the cell. Fish cannot, unlike terrestrial animals, exhale CO2 and instead combine it with water to form bicarbonate ions. Chloride ions enter the cell, and bicarbonate exits the cell into the water. This exchange of hydrogen for sodium helps control blood pH.

These two mechanisms of ion exchange are called absorption and secretion, occurring in two types of gill cells: respiratory and chloride cells. Chloride cells, responsible for excreting salts, are larger and more developed in marine fish species. Respiratory cells, crucial for gas exchange, removal of nitrogenous waste products, and maintaining acid-base balance, are more developed in freshwater fish. They are supplied by arterial blood and facilitate the exchange of sodium and chloride for ammonia and bicarbonate. These processes are again highly dependent on energy accessibility. If there is not enough energy for the ion pump to function, the exchange cannot occur, and water „floods“ the cells through diffusion, leading to the death of the fish.

Consequences of Oxygen Shortage in Osmoregulation

Just a few minutes of oxygen deprivation cause the brain cell membrane to lose the ability to control ion balance, releasing neurotransmitters that accelerate calcium entry into the cell. Elevated calcium levels in cells trigger numerous degenerative processes that lead to damage to the nervous system and death. These processes include DNA damage, important cellular proteins, and the cell membrane. Free radicals and nitrogen oxide are formed, damaging cellular organelles. Similar processes occur in other organs (liver, muscles, heart, and blood cells). If calcium enters the cell, a large amount of energy is needed to remove it with calcium pumps, which require ATP. Another consequence of hypoxia is the release of hormones from the pituitary gland, with prolactin prevailing in fish. The release of this hormone affects the permeability of the cell membrane in the gills, skin, kidneys, intestines, influencing the ion transport mechanism. Its release helps regulate the balance of water and ions by reducing water intake and retaining important ions, mainly Na+ and Cl-. This helps maintain salt balance in the blood and tissues and prevents fish from swelling with water.

The biggest threat to freshwater fish is the loss of ions through diffusion into the water rather than excretion of excess water. Although water balance regulation may be important, it is secondary to ion retention. Prolactin reduces the osmotic permeability of the gills by retaining ions and excreting water. It also increases mucus secretion in the gills, helping maintain the balance of ions and water by preventing the passage of molecules through the membrane. In fish stressed by capture or vigorous swimming, energy is depleted from the tissues, and it takes several hours to days for its reserves to replenish. Anaerobic energy metabolism cannot fully provide for this, requiring a substantial amount of oxygen. A lack of oxygen leads to fish mortality. However, they may not die immediately. Salt balance cannot be maintained without an adequate supply of oxygen.

The need for oxygen is a critical factor that influences the survival of fish under stress, more so than water temperature or salinity levels. However, water temperature is a key indicator of how much oxygen is available to fish and how quickly they can utilize it. The maximum amount of dissolved oxygen in water is known as the saturation level, and it decreases as the water temperature rises. For example, at a temperature of 20 °C, water is saturated with oxygen at a concentration of 8.9 mg/l, at 26 °C, it’s saturated at 8 mg/l, and at 32 °C, it drops to only 7.3 mg/l. Higher temperatures increase the metabolism of fish, leading to a faster utilization of oxygen. A concentration of oxygen below 5 mg/l at 26 °C can be rapidly lethal.

Air and Oxygen in Water – Can Harm Too

In some cichlid breeding setups, hobbyists often aim for maximum water aeration through powerful air pumps. Some use air intake before the outlet of internal or external filters, while others employ separate air compressors to inject air into the water through air stones with very fine pores. Both aeration methods can create a vast number of microscopic bubbles. The size of oxygen or air bubbles can significantly alter water chemistry, gas exchange efficiency, and the concentration of dissolved gases. Risks to the health and survival of fish arise, especially during transportation in closed containers where air or oxygen is forced into the water under pressure. There’s also a risk with excessive and fine aeration in aquariums. Microscopic gas bubbles can adhere to gills, scales, skin, and eyes, causing trauma and gas embolism. Damaged gills and gas embolism negatively affect fish health and survivability, limiting gas exchange during breathing and leading to hypoxia, CO2 retention, and respiratory acidosis. Pure oxygen is an effective oxidizer. Microscopic bubbles containing pure oxygen can attach to gill filaments, drying them out, irritating them, causing oxidation, and resulting in chemical burns to the delicate epithelial tissue. If the water appears milky with numerous tiny bubbles sticking to scales, gills, or the tank’s inner walls, these conditions should be considered potentially toxic and generally unhealthy for fish. If the action of gas is prolonged and the partial pressure of oxygen hovers around 1 atmosphere (instead of the normal 0.2 atm. in air), the chances of fish survival decrease. Compressed air is suitable if it is continuously supplied within a safe oxygen concentration range. However, the action of compressed air or oxygen supplied under high pressure into the water can cause fish to stop breathing, increasing the concentration of CO2 in their bodies. This can lead to changes in the acid-base balance (respiratory acidosis) in fish, raising mortality. Pure compressed oxygen contains five times more oxygen than air. Therefore, the need for its supply is about 1/5 of that for air. Very small oxygen bubbles dissolve faster than larger ones because they have a larger surface area relative to volume. However, each gas bubble needs sufficient space to dissolve in water. If this space is lacking or insufficient, microbubbles may remain in suspension in the water, adhere to surfaces in the water, or slowly rise to the surface.

Microscopic gas bubbles dissolve in water quickly, delivering more gas into the solution than larger bubbles. These conditions can oversaturate water with oxygen if the quantity of gas bubbles creates a „mist“ in the water and remains dispersed (in suspension). High-pressure oxygen can be toxic due to the formation of free radicals. Microscopic oxygen bubbles can also cause gas embolism. Arterial gas embolism and tissue emphysema can be real dangers, especially during the transport of live fish. It is necessary to avoid the suspension of gas bubbles in transport water. The problem of arterial gas embolism during transport arises because fish do not have the opportunity to submerge into deeper waters (as fish released into a lake might), where the water pressure is higher, helping to dissolve fine bubbles in the circulatory system. Two key points improve the well-being of a large number of caught and stressed fish during transport:

  • Increasing the Partial Pressure of O2 Above Saturation with Compressed Oxygen and Supplying Sufficiently Large Bubbles to Escape the Water Surface. Air mainly consists of nitrogen, and microscopic nitrogen bubbles can also adhere to the gills. Bubbles of any gas attached to the gills can affect breathing and disrupt the health of fish. If fish are transported in water oversaturated with bubbles, there is a likelihood of hypoxia, hypercarbia, respiratory acidosis, diseases, and death.
  • Increasing the Salinity of Water to 3-5 mg/l. Salt (non-iodized NaCl is sufficient) is suitable for fish transport. In stress, fish lose ions, which can be more stressful for them. The energy required for ion transport through cell membranes can represent a significant loss of energy, requiring even more oxygen. Transporting fish in containers containing a mist of microscopic bubbles can be dangerous for transported fish, increasing the likelihood of delayed mortality after release. Fish transported in water that appears milky and contains microbubbles are stressed, experience physical damage, and have increased susceptibility to infections, illnesses, and post-transport mortality.

After the release of fish that survived the initial toxic effects of oxygen during transport, they may be more sensitive to various pathogens. As a result, increased mortality may occur in the days to weeks following transport. Very aerated water does not mean oxygenated water. Highly aerated water is often oversaturated with gaseous nitrogen, which can cause illness. Microscopic bubbles containing mainly nitrogen can cause tissue emphysema during transport, similar to what happens to divers.


Autor des Beitrags: Róbert Toman

Die positive Wirkung von Sauerstoff auf lebende Organismen ist allgemein bekannt. Fische benötigen Sauerstoff zum Leben ebenso wie landlebende Wirbeltiere, obwohl ihre Atemmechanismen völlig unterschiedlich sind. Da sie keine Lungen haben, muss der Sauerstoff direkt aus dem Wasser in das Blut durch die Gewebe gelangen, die direkt mit dem Wasser in Kontakt stehen, also durch die Kiemen. Der Sauerstoff, der durch die Kiemen in das Blut diffundieren soll, muss natürlich gelöst sein, da Fische nicht in der Lage sind, Sauerstoff in Form von Blasen aufzunehmen. Das Fangen von Fischen, ihr Transport und ihre Haltung in Gefangenschaft stellen erhebliche metabolische Anforderungen an Gehirn, Muskeln, Herz, Kiemen und andere Gewebe. Diese Bedingungen bezeichnen wir allgemein als Stress, aber die physiologische Situation ist viel komplizierter. Stress im Zusammenhang mit dem Fang und dem Freilassen von Fischen in eine andere Umgebung kann zur Mortalität der Fische beitragen. Das Verständnis des Energiestoffwechsels der Fische und der Faktoren, die ihn beeinflussen, ist wichtig für den richtigen Umgang mit Fischen und ihre Pflege nach dem Fang. Vor der Bewertung der mit dem Sauerstoff im Wasser verbundenen Risiken und zum besseren Verständnis dieser Risiken wollen wir kurz die physiologischen Prozesse im Zusammenhang mit der Funktion des Sauerstoffs im Fischorganismus erläutern.

Energie- und Sauerstoffbedarf

Die Energie, die für alle zellulären Funktionen benötigt wird, wird aus Adenosintriphosphat (ATP) gewonnen. Es ist notwendig für Muskelkontraktionen, die Übertragung von Nervenimpulsen im Gehirn, die Herzfunktion, die Sauerstoffaufnahme durch die Kiemen usw. Wenn die Zelle Energie benötigt, wird durch die Spaltung der Bindungen im ATP Energie freigesetzt. Ein Nebenprodukt dieser Reaktion ist Adenosindiphosphat (ADP) und anorganisches Phosphat. In der Zelle können ADP und Phosphat durch komplizierte Stoffwechselprozesse wieder reagieren und ATP wird gebildet. Die meisten Süßwasserfische benötigen eine große Menge an Sauerstoff in ihrer Umgebung. Dieser Sauerstoff wird hauptsächlich als „Treibstoff“ für die biochemischen Mechanismen benötigt, die mit den Energieprozessen verbunden sind. Der Energiestoffwechsel, der mit Sauerstoff verbunden ist, ist sehr effizient und gewährleistet eine ständige Energieversorgung, die der Fisch für grundlegende physiologische Funktionen benötigt. Dieser Stoffwechsel wird als aerober Stoffwechsel bezeichnet.

Nicht alle Energieproduktion erfordert Sauerstoff. Die Zellen haben Mechanismen entwickelt, um die Energieversorgung während kurzer Perioden mit niedrigen Sauerstoffkonzentrationen (Hypoxie) aufrechtzuerhalten. Der anaerobe oder hypoxische Energiestoffwechsel ist wenig effizient und nicht in der Lage, genügend Energie für die Gewebe über längere Zeiträume zu produzieren. Fische benötigen eine konstante Energiezufuhr, und dafür benötigen sie eine ständige und ausreichende Menge an Sauerstoff. Ein Sauerstoffmangel entzieht den Fischen schnell die Energie, die sie zum Leben brauchen. Fische sind in der Lage, über lange Strecken ohne Ermüdung in beachtlicher Geschwindigkeit zu schwimmen. Diese Art des Schwimmens nutzen die Fische beim normalen Schwimmen und über lange Strecken. Die Muskeln, die an dieser Bewegung beteiligt sind, benötigen große Mengen an Sauerstoff zur Energieproduktion. Wenn Fische genug Sauerstoff haben, werden sie bei langem Schwimmen nie müde. Schnelles, intensives Schwimmen dauert normalerweise nur wenige Sekunden oder Minuten und endet in einem Zustand körperlicher Erschöpfung. Diese Art des Schwimmens nutzen die Fische bei der Jagd, beim Aufstieg gegen die Strömung oder bei der Flucht. Dieser Bewegungsstil erschöpft die Energiespeicher vollständig. Die Erholung kann Stunden, manchmal sogar Tage dauern, abhängig von der Verfügbarkeit von Sauerstoff, der Dauer des schnellen Schwimmens und dem Grad der Erschöpfung der Energiespeicher. Wenn beispielsweise ein Fisch, der beim Fang völlig erschöpft wurde, in ein anderes Becken gesetzt wird, benötigt er viel Sauerstoff und einen ruhigen Ort, um seine Energiespeicher wieder aufzufüllen. Wenn er jedoch in einen Behälter mit wenig Sauerstoff gesetzt wird, kann er seine Energie nicht wiederherstellen und stirbt früher oder später. Es ist nicht der Sauerstoffmangel, der den Fisch tötet, sondern der Energiemangel und die Unfähigkeit, die Energiespeicher wieder aufzufüllen. Es ist klar, dass dies Bedingungen sind, die Fische extrem stressen.

Faktoren, die die Energiewiederherstellung beeinflussen

Mit dem Verlust der Energiespeicher während des schnellen Schwimmens steigt der Laktatspiegel in den Geweben und im Blut. Da es sich um eine Säure handelt, produziert sie Wasserstoffionen, die den pH-Wert der Gewebe und die Energiezufuhr zur Zelle senken. Außerdem erhöht es die Auswaschung wichtiger Metaboliten aus der Zelle, die für die Energiewiederherstellung notwendig sind. Die Ausscheidung von Laktat und die Wiederherstellung der normalen Zellfunktion kann 4 bis 12 Stunden dauern. Dabei spielen Körpergröße, Wassertemperatur, Wasserhärte und pH-Wert sowie die Verfügbarkeit von Sauerstoff eine wichtige Rolle.

Körpergröße: Es besteht eine positive Korrelation zwischen dem anaeroben Energiestoffwechsel und dem Energiebedarf. Größere Fische benötigen also mehr Energie für schnelles Schwimmen. Dies führt zu einem höheren Energieverbrauch und einer längeren Erholungszeit.

Wassertemperatur: Die Ausscheidung von Laktat und anderen Metaboliten wird stark von der Wassertemperatur beeinflusst. Größere Temperaturänderungen beeinflussen die Fähigkeit der Fische zur Wiederherstellung der Energiespeicher erheblich. Es ist daher wichtig, große Temperaturänderungen zu vermeiden, die die Energieerholungsfähigkeit verringern.

Wasserhärte: Eine Verringerung der Wasserhärte hat einen wichtigen Einfluss auf den Stoffwechsel und das Säure-Basen-Gleichgewicht des Blutes. Die meisten Studien befassen sich mit dem Einfluss auf Meeresarten, und es ist nicht vollständig geklärt, ob diese Ergebnisse auf Süßwasserfische übertragbar sind. Wenn Süßwasserfische gestresst sind, dringt Wasser durch die Zellmembranen, hauptsächlich der Kiemen, und das Blut wird dünner. Diese Blutverdünnung erhöht die Anforderungen an die Aufrechterhaltung des Salzhaushalts im Körper, d.h. die Aufrechterhaltung des osmotischen Gleichgewichts. Mehr dazu erfahren Sie unten.

pH-Wert des Wassers: In einer sauren Umgebung sind die Fische in der Lage, Energie schneller wiederherzustellen. Ein höherer pH-Wert verlangsamt diesen Prozess erheblich, was für Arten, die einen höheren pH-Wert benötigen, wie z.B. afrikanische Cichliden aus den Seen Malawi und Tanganyika, riskant ist.

Regulation des osmotischen Drucks – Aufrechterhaltung des Salzhaushalts bei gestressten Fischen

Die Regulation des Salzgehalts ist lebenswichtig. Struktur und Funktion der Zelle stehen in engem Zusammenhang mit dem Wasser und den darin gelösten Substanzen. Der Fisch verwendet beträchtliche Energie zur Kontrolle der Zusammensetzung der intrazellulären und extrazellulären Flüssigkeiten. Bei Fischen verbraucht diese Osmoregulation etwa 25-50% des gesamten metabolischen Aufwands, was wahrscheinlich am höchsten unter den Tieren ist. Der Mechanismus, den Fische zur Aufrechterhaltung des Salzhaushalts nutzen, ist sehr kompliziert und extrem energieabhängig. Da die Effizienz des anaeroben Energiestoffwechsels nur etwa 1/10 des Energiestoffwechsels in einer sauerstoffreichen Umgebung beträgt, kann der Energiebedarf für die Osmoregulation der Gewebe nicht allein durch den anaeroben Energiestoffwechsel gedeckt werden. Ein schneller Abfall des ATP-Spiegels in der Zelle verlangsamt bis hin zur Unterbrechung die Funktion der zellulären Ionenpumpen, die den Salztransport durch die Zellmembran regulieren. Die Unterbrechung der Ionenpumpenfunktion führt zu einem Ungleichgewicht der Ionen in der Zelle und birgt das Risiko des Zelltodes und des Todes des Fisches.

Süßwasser- und Meeresfische stehen ständig vor der Notwendigkeit der Ionen- und Osmoregulation. Süßwasserfische, deren Ionenkonzentration in den Geweben viel höher ist als im Wasser, müssen die Aufnahme und den Verlust von Wasser durch die durchlässigen Epithelgewebe und den Urin regulieren. Diese Fische produzieren große Mengen an Urin, der etwa 20% des Körpergewichts pro Tag ausmacht. Die Nieren der Fische sind sehr effizient bei der Entfernung von Wasser aus dem Körper und ebenso effizient bei der Zurückhaltung von Salzen im Körper. Während nur sehr kleine Mengen Salz in den Urin gelangen, erfolgt der Großteil der Osmoregulation durch die Kiemen. Natrium ist das Hauption der Gewebe. Der Transport von Natrium durch die Zellmembran ist stark energieabhängig und wird durch das Enzym Na/K-ATPase ermöglicht. Dieses Enzym befindet sich in der Zellmembran und nutzt die von ATP bereitgestellte Energie, um Natrium in eine Richtung durch die

Membran zu transportieren und gleichzeitig Kalium in die entgegengesetzte Richtung zu pumpen. Das durch die Spaltung von ATP freigesetzte Phosphat wird direkt auf das Enzym übertragen. Das Phosphorylieren und Dephosphorylieren des Enzyms ermöglicht den Natrium- und Kaliumionen den Transport durch die Zellmembran.

Der Fang und die Haltung von Fischen in einem Behälter erschöpft die Energiespeicher des Fisches, die für die Aufrechterhaltung des Salzhaushalts erforderlich sind. Solche Fische sind anfälliger für Infektionen, da das Immunsystem bei gestressten und erschöpften Fischen ebenfalls beeinträchtigt ist. Aus diesen Gründen ist es wichtig, gefangene Fische in Becken mit ausreichender Sauerstoffversorgung und optimalen Wasserparametern zu halten, um ihre Energiereserven und ihre Gesundheit zu erhalten.


Cech, J.J. Jr., Castleberry, D.T., Hopkins, T.E. 1994. Temperature and CO2 effects on blood O2 equilibria in squawfish, Ptychocheilus oregonensis. In: Can. J. Fish. Aquat. Sci., 51, 1994, 13-19.
Cech, J.J. Jr., Castleberry, D.T., Hopkins, T.E., Petersen, J.H. 1994. Northern squawfish, Ptychocheilus oregonensis, O2 consumption and respiration model: effects of temperature and body size. In: Can. J. Fish. Aquat. Sci., 51, 1994, 8-12.
Crocker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1998. Effects of hypercapnia on blood-gas and acid-base status in the white sturgeon, Acipenser transmontanus. In: J. Comp. Physiol., B168, 1998, 50-60.
Crocker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1997. Effects of environmental hypoxia on oxygen consumption rate and swimming activity in juvenile white sturgeon, Acipenser transmontanus, in relation to temperature and life intervals. In: Env. Biol. Fish., 50, 1997, 383-389.
Crocker, C.E., Farrell, A.P., Gamperl, A.K., Cech, J.J. Jr. 2000. Cardiorespiratory responses of white sturgeon to environmental hypercapnia. In: Amer. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 279, 2000, 617-628.
Ferguson, R.A, Kieffer, J.D., Tufts, B.L. 1993. The effects of body size on the acid-base and metabolic status in the white muscle of rainbow trout before and after exhaustive exercise. In: J. Exp. Biol., 180, 1993, 195-207.
Hylland, P., Nilsson, G.E., Johansson, D. 1995. Anoxic brain failure in an ectothermic vertebrate: release of amino acids and K+ in rainbow trout thalamus. In: Am. J. Physiol., 269, 1995, 1077-1084.
Kieffer, J.D., Currie, S., Tufts, B.L. 1994. Effects of environmental temperature on the metabolic and acid-base responses on rainbow trout to exhaustive exercise. In: J. Exp. Biol., 194, 1994, 299-317.
Krumschnabel, G., Schwarzbaum, P.J., Lisch, J., Biasi, C., Weiser, W. 2000. Oxygen-dependent energetics of anoxia-intolerant hepatocytes. In: J. Mol. Biol., 203, 2000, 951-959.
Laiz-Carrion, R., Sangiao-Alvarellos, S., Guzman, J.M., , M.P., Miguez, J.M., Soengas, J.L., Mancera, J.M. 2002. Energy metabolism in fish tissues relaed to osmoregulation and cortisol action: Fish growth and metabolism. Environmental, nutritional and hormonal regulation. In: Fish Physiol. Biochem., 27, 2002, 179-188.
MacCormack, T.J., Driedzic, W.R. 2002. Mitochondrial ATP-sensitive K+ channels influence force development and anoxic contractility in a flatfish, yellowtail flounder Limanda ferruginea, but not Atlantic cod Gadus morhua heart. In: J. Exp. Biol., 205, 2002, 1411-1418.
Manzon, L.A. 2002. The role of prolactin in fish osmoregulation: a review. In: : Gen. Compar. Endocrin., 125, 2002, 291-310.
Milligan, C.L. 1996. Metabolic recovery from exhaustive exercise in rainbow trout: Review. In: Comp. Biochem. Physiol.,113A, 1996, 51-60.
Morgan, J.D., Iwama, G.K. 1999. Energy cost of NaCl transport in isolated gills of cutthroat trout. In: Am. J. Physiol., 277, 1999, 631-639.
Nilsson, G.E., Perez-Pinzon, M., Dimberg, K., Winberg, S. 1993. Brain sensitivity to anoxia in fish as reflected by changes in extracellular potassium-ion activity. In: Am. J. Physiol., 264, 1993, 250-253.