Akvaristika, Biológia, Organizmy, Príroda, Ryby, Výživa, Živočíchy

Artemia salina – žiabronôžka soľná, dostupné živé krmivo

Hits: 31555

Arte­mia sali­na – žiab­ro­nôž­ka soľ­ná pat­rí medzi Ento­mas­tra­ca. Žiab­ro­nôž­ky, kto­ré sa pre­važ­ne využí­va­jú v akva­ris­ti­ke, žijú v mori. Sú pomer­ne malé do 15 mm [1], ove­ľa men­šie ako ich prí­buz­ní v slad­kej vode. Ku slad­ko­vod­ným žiab­ro­nôž­kam sa dosta­ne­me naj­skôr pro­stred­níc­tvom mra­ze­ných kociek v obcho­de. Arté­mia sa pou­ží­va v rôz­nych veľ­kos­tiach, od jem­nej až po hrub­šiu. Väč­ši­ne akva­ris­tov vyho­vu­je prá­ve jem­ná arté­mia. Dostať ju v akva­ris­tic­kých obcho­doch, na bur­zách a na iných akva­ris­tic­kých akciách. Žiab­ro­nôž­ky sa pre­dá­va­jú z roz­lič­ných loka­lít – z Rus­ka, Kana­dy, USA, Číny. Ich liah­ni­vosť je otáz­kou kva­li­ty. 95% liah­ni­vosť vají­čok je vyni­ka­jú­ci para­me­ter. Závi­sí od toho aj cena. Žiab­ro­nôž­ka je výživ­né krmi­vo, z kto­ré­ho poter naj­rých­lej­šie vyras­tie naj­mä do výš­ky a do šír­ky. V sta­ve, keď ryby doras­ta­jú, neod­po­rú­čam kŕmiť iba žiabronôžkou.

Arté­mia sa dá ľah­ko liah­nuť, prav­da pokiaľ prí­de­te na spô­sob tej kto­rej vár­ky ;-). Náro­ky na jed­not­li­vé dru­hy” a bale­nia arté­mie sú bohu­žiaľ roz­lič­né. Neraz som bol sved­kom nespo­koj­nos­ti s liah­ni­vos­ťou u mojich zná­mych, pri­čom ich kama­rá­tom neraz tá istá” arté­mia ide výbor­ne. Kúpe­ná arté­mia sú vlast­ne vajíč­ka arté­mie. Vajíč­ka nasy­pe­me do vody, napr. do fľa­še, do kto­rej na 1.5 lit­ra vody pri­dá­me 3 – 4 kávo­vé lyžič­ky soli (2530 g na liter), čím simu­lu­je­me mor­skú vodu. Je nut­né aby sme sil­ne vzdu­cho­va­li. Vlast­ne ide o to, aby celý obsah cir­ku­lo­val čo naj­viac, aby žiad­ne vajíč­ka nezos­ta­li stáť. Udr­žu­je­me izbo­vú, prí­pad­ne o nie­čo vyš­šiu tep­lo­tu. Pri vyš­šej tep­lo­te sa liah­nu rých­lej­šie. Asi po 24 hodi­nách je už veľ­ká časť vylia­hnu­tá. Ja sám, aj väč­ši­na akva­ris­tov, kto­rých poznám, nechá­vam arté­mie liah­nuť 2 dni – je potom o nie­čo väč­šia. Arté­mia sa pri 25 °C liah­ne 1.5 dňa. Medzi akva­ris­ta­mi sa tra­du­je, že žiab­ro­nôž­ka môže byť jed­no­dňo­vá, ale aj dvoj­dňo­vá, v závis­los­ti od doby lia­hnu­tia a samoz­rej­me od typu. V slad­kej vode vydr­žia iba krát­ku dobu – asi tak 8 hodín.

Pre vyš­šiu ener­ge­tic­kú hod­no­tu a násled­ne jed­no­duch­ší a účin­nej­ší prí­chod na svet malých arté­mií sa pou­ží­va dekap­su­lá­cia. Odstra­ňu­je sa ním ochran­ný obal vajíč­ka žiab­ro­nôž­ky. Keď chce­me žiab­ro­nôž­ku skŕ­miť sto­jí­me pred otáz­kou, ako ich dostať do akvá­ria bez toho, aby sme ich tam pre­nies­li bez soli. Keď­že ide o veľ­mi malé potvor­ky, pomo­hol by napr. mly­nár­sky hod­váb, ak ho nemá­te, vysta­čí­te si aj s bavl­ne­nou lát­kou. Ja cedím arté­miu cez mono­fil. Dekap­su­lo­va­nú – odslup­ko­va­nú arté­miu pou­ží­vam úspeš­ne ako suché krmivo.


Arte­mia sali­na – salt­wa­ter bri­ne shrimp belo­ngs to Ento­mos­tra­ca. Bri­ne shrimp, pre­do­mi­nan­tly used in aqu­aris­tics, live in the sea. They are rela­ti­ve­ly small, up to 15 mm [1], much smal­ler than the­ir fres­hwa­ter rela­ti­ves. You can get fres­hwa­ter bri­ne shrimp first through fro­zen cubes in sto­res. Arte­mia is used in vari­ous sizes, from fine to coar­se. Most aqu­arists pre­fer fine Arte­mia. You can get them in pet sto­res, at fairs, and other aqu­arium events. Bri­ne shrimp are sold from vari­ous loca­ti­ons – Rus­sia, Cana­da, USA, Chi­na. The­ir hat­cha­bi­li­ty is a mat­ter of quali­ty. 95% hat­cha­bi­li­ty of eggs is an excel­lent para­me­ter. The pri­ce also depends on it. Bri­ne shrimp is a nut­ri­ti­ous feed from which fry grow fas­test, espe­cial­ly in height and width. When fish are gro­wing, I do not recom­mend fee­ding only bri­ne shrimp.

Arte­mia can be easi­ly hat­ched, but it depends on the met­hod of each batch ;-). Unfor­tu­na­te­ly, the requ­ire­ments for indi­vi­du­al types” and pac­ka­ging of Arte­mia vary. I have often wit­nes­sed dis­sa­tis­fac­ti­on with the hat­cha­bi­li­ty among my acqu­ain­tan­ces, whi­le the­ir friends often have the same” Arte­mia wor­king gre­at. Bought Arte­mia are actu­al­ly Arte­mia eggs. We pour the eggs into water, for exam­ple, into a bott­le, to which we add 3 – 4 teas­po­ons of salt (2530 g per liter) for 1.5 liters of water, simu­la­ting sea­wa­ter. It is neces­sa­ry to aera­te stron­gly. Basi­cal­ly, the who­le con­tent should cir­cu­la­te as much as possib­le so that no eggs remain stan­ding. We main­tain room tem­pe­ra­tu­re or slight­ly hig­her. They hatch fas­ter at hig­her tem­pe­ra­tu­res. After about 24 hours, a lar­ge part is alre­a­dy hat­ched. I myself, like most aqu­arists I know, let Arte­mia hatch for 2 days – it’s a bit lar­ger then. Arte­mia hat­ches in 1.5 days at 25°C. Among aqu­arists, it is rumo­red that bri­ne shrimp can be one-​day-​old or two-​day-​old, depen­ding on the hat­ching time and, of cour­se, the type.” They only last a short time in fres­hwa­ter – about 8 hours.

For hig­her ener­gy value and con­se­qu­en­tly easier and more effec­ti­ve arri­val of small Arte­mia into the world, decap­su­la­ti­on is used. It remo­ves the pro­tec­ti­ve coating of the bri­ne shrimp egg. When we want to feed bri­ne shrimp, we face the ques­ti­on of how to get them into the aqu­arium wit­hout trans­fer­ring them the­re wit­hout salt. Sin­ce they are very small cre­a­tu­res, mil­le­r’s silk would help, if you don’t have it, you can use cot­ton fab­ric. I strain Arte­mia through mono­fi­la­ment. I use decap­su­la­ted Arte­mia suc­cess­ful­ly as dry feed.


Arte­mia sali­na – Salzwasser-​Artemia gehört zu den Ento­mos­tra­ca. Die Was­serf­löhe, die haupt­säch­lich in der Aqu­aris­tik ver­wen­det wer­den, leben im Meer. Sie sind rela­tiv kle­in, bis zu 15 mm [1], viel kle­i­ner als ihre Ver­wand­ten im Süßwas­ser. Frischwasser-​Wasserflöhe erhält man zuerst durch gef­ro­re­ne Wür­fel im Han­del. Arte­mia wird in vers­chie­de­nen Größen ver­wen­det, von fein bis grob. Den meis­ten Aqu­aria­nern gefällt beson­ders fei­ne Arte­mia. Man kann sie in Zooges­chäf­ten, auf Mes­sen und ande­ren aqu­aris­tis­chen Verans­tal­tun­gen kau­fen. Was­serf­löhe wer­den aus vers­chie­de­nen Orten ver­kauft – Russ­land, Kana­da, USA, Chi­na. Ihre Sch­lupf­ra­te ist eine Fra­ge der Quali­tät. Eine Sch­lupf­ra­te von 95% der Eier ist ein aus­ge­ze­ich­ne­ter Para­me­ter. Der Pre­is hängt auch davon ab. Was­serf­löhe sind ein nahr­haf­tes Fut­ter, aus dem der Nach­wuchs am schnells­ten wächst, vor allem in der Höhe und Bre­i­te. Wenn die Fis­che wach­sen, emp­feh­le ich jedoch nicht, nur Arte­mia zu füttern.

Arte­mia kann leicht gesch­lüpft wer­den, aber es hängt von der Met­ho­de jeder Char­ge ab ;-). Lei­der vari­ie­ren die Anfor­de­run­gen an die ein­zel­nen Arten” und die Ver­pac­kung von Arte­mia. Ich habe oft Unzuf­rie­den­he­it mit der Sch­lupf­ra­te unter mei­nen Bekann­ten erlebt, wäh­rend deren Fre­un­de oft die gle­i­che” Arte­mia erfolg­re­ich ver­wen­den. Gekauf­te Arte­mia sind eigen­tlich Artemia-​Eier. Wir gie­ßen die Eier in Was­ser, zum Beis­piel in eine Flas­che, zu der wir für 1,5 Liter Was­ser 3 – 4 Tee­löf­fel Salz (2530 g pro Liter) hin­zu­fügen, um Meer­was­ser zu simu­lie­ren. Es ist not­wen­dig, kräf­tig zu belüf­ten. Im Grun­de soll­te der gesam­te Inhalt so weit wie mög­lich zir­ku­lie­ren, damit kei­ne Eier ste­hen ble­i­ben. Wir hal­ten Raum­tem­pe­ra­tur oder etwas höher. Bei höhe­ren Tem­pe­ra­tu­ren sch­lüp­fen sie schnel­ler. Nach etwa 24 Stun­den ist bere­its ein gro­ßer Teil gesch­lüpft. Ich selbst las­se wie die meis­ten Aqu­aria­ner, die ich ken­ne, Arte­mia 2 Tage lang sch­lüp­fen – dann sind sie etwas größer. Arte­mia sch­lüpft bei 25°C in 1,5 Tagen. Unter Aqu­aria­nern wird gemun­kelt, dass Was­serf­löhe ein- oder zwe­i­tä­gig sein kön­nen, je nach Sch­lupf­ze­it und natür­lich dem Typ”. Sie hal­ten nur eine kur­ze Zeit im Süßwas­ser – etwa 8 Stunden.

Für einen höhe­ren Ener­gie­wert und folg­lich ein ein­fa­che­res und effek­ti­ve­res Ein­tre­ten kle­i­ner Arte­mia in die Welt wird die Dekap­su­lie­rung ver­wen­det. Dabei wird die Schutz­hül­le des Artemia-​Eis ent­fernt. Wenn wir Was­serf­löhe füt­tern wol­len, ste­hen wir vor der Fra­ge, wie wir sie ins Aqu­arium bekom­men, ohne sie dort ohne Salz hine­in­zub­rin­gen. Da es sich um sehr kle­i­ne Kre­a­tu­ren han­delt, wür­de Mühl­draht hel­fen, wenn Sie ihn nicht haben, kön­nen Sie Bau­mwolls­toff ver­wen­den. Ich fil­te­re Arte­mia durch Mono­fi­la­ment. Ich ver­wen­de dekap­su­lier­te Arte­mia erfolg­re­ich als Trockenfutter.


Autor nasle­du­jú­ce­ho tex­tu: Róbert Toman

Drob­ný kôro­vec, žiab­ro­nôž­ka soľ­ná (Arte­mia sali­na) je obľú­be­né živé (ale aj mra­ze­né) krmi­vo pre mno­hé dru­hy akvá­ri­ových rýb. Mno­hí cho­va­te­lia afric­kých cich­líd využí­va­jú čerstvo vylia­hnu­té naup­liá arté­mií na kŕme­nie mla­dých rýb po rozp­lá­va­ní ale­bo po opus­te­ní mat­ki­ných úst. Keď­že k dis­po­zí­cii sú iba vajíč­ka arte­mií, je potreb­né zabez­pe­čiť vhod­né pod­mien­ky, aby sa vylia­hol čo naj­väč­ší počet naup­lií. K tomu slú­žia tzv. liah­ne arté­mií. Exis­tu­je množ­stvo rôz­nych kon­štruk­cií, z kto­rých som sa sna­žil vybrať tie naj­lep­šie vlast­nos­ti – vyso­kú liah­ni­vosť, níz­ku sta­rost­li­vosť a nákla­dy. Na samot­nú výro­bu liah­ne som pou­žil kla­sic­kú PET fľa­šu o obje­me 1,5 l. Pou­žil som 2 rov­na­ké fľa­še. Samoz­rej­me je mož­né pou­žiť fľa­šu s akým­koľ­vek obje­mom. Odpo­rú­čam však hneď pri výbe­re hľa­dať fľa­šu, kto­rá má hor­nú tre­ti­nu sme­rom k hrd­lu neja­kým spô­so­bom vrúb­ko­va­nú, nie hlad­kú. Má to význam pri zís­ka­va­ní vylia­hnu­tých arté­mií z fľa­še, kedy sa pri sťa­ho­va­ní naup­lií prázd­ne oba­ly vají­čok, prí­pad­ne nevy­lia­hnu­té vajíč­ka, zachy­tá­va­jú na vrúb­koch ste­ny fľa­še a nemie­ša­jú sa s vylia­hnu­tý­mi naup­lia­mi. Z jed­nej fľa­še odre­že­me dno hneď na spod­ku. Táto fľa­ša bude slú­žiť ako vlast­ná liaheň.

Z dru­hej fľa­še odre­že­me spod­nú časť do výš­ky asi 10 cm. Táto časť bude slú­žiť ako pod­sta­vec, do kto­ré­ho zasa­dí­me lia­heň hrd­lom dolu. Z tej­to dru­hej fľa­še odre­že­me ešte hor­nú tre­ti­nu fľa­še s hrd­lom, čím vznik­ne lie­vik. Táto časť bude slú­žiť, ako kryt liah­ne pro­ti strie­ka­niu sla­nej vody. Jed­not­li­vé die­ly vid­no na obráz­ku niž­šie. Do vrch­ná­ku vyvŕ­ta­me dva otvo­ry, kto­rých prie­mer pris­pô­so­bí­me kla­sic­kej plas­to­vej hadič­ke, kto­rá sa pou­ží­va napr. na roz­vod vzdu­chu do akvá­rií. Otvo­ry vyvŕ­ta­me o nie­čo men­šie, aby cez ne hadič­ky iba tes­ne pre­šli. Nebu­de potom tre­ba nič utes­ňo­vať. Do oboch dier pre­vle­čie­me hadič­ky. Jed­na bude slú­žiť na prí­vod vzdu­chu. Je mož­né nechať hadič­ku bez aké­ho­koľ­vek ukon­če­nia, ale pod­ľa mojich skú­se­nos­tí je lep­šie pou­žiť čo naj­men­ší vzdu­cho­va­cí kamie­nok. Ja som pou­žil taký, ako sa pou­ží­va v oby­čaj­ných moli­ta­no­vých fil­troch pohá­ňa­ných vzdu­chom. Pou­ži­tie vzdu­cho­va­cie­ho kame­ňa má výho­du v tom, že zabrá­ni vni­ka­niu vají­čok a arté­mií do tej­to hadič­ky pri vypnu­tí vzdu­cho­va­nia (pri odsá­va­ní vylia­hnu­tých arté­mií). Kameň umiest­ni­me tes­ne pri vrchnáku.

Do dru­hej dier­ky navle­čie­me rov­na­kú hadič­ku, kto­rej vyús­te­nie bude tes­ne pri vrch­ná­ku. Táto hadič­ka bude slú­žiť na odsa­tie vylia­hnu­tých naup­lií arté­mií. Máme pri­pra­ve­nú fľa­šu s vrch­ná­kom, kto­rý na ňu naskrut­ku­je­me. Zobe­rie­me odre­za­nú spod­nú časť fľa­še a tes­ne pri dne uro­bí­me dva otvo­ry, aby ním pohodl­ne pre­šli hadič­ky, kto­ré sme upev­ni­li do vrch­ná­ku. Oto­čí­me fľa­šu hore dnom a posa­dí­me do odre­za­nej spod­nej čas­ti fľa­še, kto­rá slú­ži ako pod­sta­vec liah­ne. Záro­veň pre­vle­čie­me hadič­ky cez otvo­ry v tej­to čas­ti zvnút­ra sme­rom von. Na hadič­ky je mož­né pri­po­jiť malé ven­ti­ly. Ja som však uzav­re­tie hadi­čiek volil pro­stred­níc­tvom oby­čaj­né­ho štip­ca na prád­lo. Jed­nu hadič­ku, na kto­rej je vzdu­cho­va­cí kameň, napo­jí­me na vzdu­cho­va­cí kom­pre­sor.

Dru­hú hadič­ku s voľ­ným kon­com uzav­rie­me ven­til­če­kom ale­bo, ako ja, zalo­mí­me a zais­tí­me štip­com na prád­lo. Tak­to je lia­heň pri­pra­ve­ná na nalia­tie roz­to­ku a lia­hnu­tie. Aby voda nevy­tiek­la cez hadič­ky, sta­čí ich zachy­tiť pro­stred­níc­tvom háči­ka z drô­tu na okraj liah­ne. Do fľa­še nale­je­me 1 l vlaž­nej vody (ja som si uro­bil na fľa­ši rys­ku, aby som nemu­sel stá­le odme­ria­vať vodu) a nasy­pe­me kop­co­vi­tú čajo­vú lyžič­ku kuchyn­skej soli. Ja pou­ží­vam mor­skú soľ, kto­rú bež­ne dostať v potra­vi­nách. Pus­tí­me vzdu­cho­va­nie, aby bola voda aktív­ne mie­ša­ná a keď sa roz­pus­tí soľ, nasy­pe­me vajíč­ka arté­mií. Ich množ­stvo závi­sí od počtu kŕme­ných rýb a tre­ba si uve­do­miť, že vajíč­ka sú veľ­mi malé a teda napr. 12 čajo­vej lyžič­ky vají­čok bude znač­né množ­stvo naup­lií artémií.


The aut­hor of the fol­lo­wing text: Róbert Toman

The small crus­ta­ce­an, Arte­mia sali­na, is a favo­ri­te live (as well as fro­zen) food for many spe­cies of aqu­arium fish. Many bre­e­ders of Afri­can cich­lids use fresh­ly hat­ched Arte­mia naup­lii to feed young fish after they have dis­per­sed or left the mot­he­r’s mouth. Sin­ce only Arte­mia eggs are avai­lab­le, it is neces­sa­ry to pro­vi­de suitab­le con­di­ti­ons for as many naup­lii as possib­le to hatch. For this pur­po­se, so-​called Arte­mia hat­che­ries are used. The­re are many dif­fe­rent designs, from which I have tried to select the best fea­tu­res – high hat­ching rate, low main­te­nan­ce, and cost. For the pro­duc­ti­on of the hat­che­ry itself, I used a clas­sic 1.5 liter PET bott­le. I used 2 iden­ti­cal bott­les. Of cour­se, any size bott­le can be used. Howe­ver, I recom­mend looking for a bott­le with the upper third towards the neck some­how ser­ra­ted, not smo­oth. This is impor­tant when retrie­ving hat­ched Arte­mia from the bott­le, as when pul­ling emp­ty egg shells or un-​hatched eggs, they catch on the ser­ra­ti­ons of the bott­le wall and do not mix with the hat­ched naup­lii. Cut the bot­tom off one bott­le right at the bot­tom. This bott­le will ser­ve as the actu­al hatchery.

Cut the bot­tom part of the second bott­le to a height of about 10 cm. This part will ser­ve as the base into which the hat­che­ry will be inser­ted upsi­de down. Cut off the top third of the bott­le with the neck from this second bott­le to cre­a­te a fun­nel. This part will ser­ve as a cover for the hat­che­ry to pre­vent splas­hing of the salt­wa­ter. The indi­vi­du­al parts are sho­wn in the pic­tu­re below. Drill two holes in the fun­nel, the dia­me­ter of which is adap­ted to a clas­sic plas­tic hose used, for exam­ple, for air dis­tri­bu­ti­on in aqu­ariums. Drill the holes slight­ly smal­ler so that the hoses only just fit through them. Then, thre­ad the hoses through both holes. One will ser­ve for air supp­ly. It is possib­le to lea­ve the hose wit­hout any ter­mi­na­ti­on, but in my expe­rien­ce, it is bet­ter to use the smal­lest air sto­ne possib­le. I used one as used in ordi­na­ry foam fil­ters powe­red by air. The advan­ta­ge of using an air sto­ne is that it pre­vents eggs and Arte­mia from ente­ring this hose when the aera­ti­on is tur­ned off (when sip­ho­ning off hat­ched Arte­mia). Pla­ce the sto­ne clo­se to the funnel.

Thre­ad the same hose through the second hole, the end of which will be clo­se to the fun­nel. This hose will be used to sip­hon off hat­ched Arte­mia naup­lii. The bott­le with the fun­nel is rea­dy for attach­ment to the bott­le. Screw the neck of the fun­nel onto it. Take the cut-​off bot­tom of the bott­le and make two holes clo­se to the bot­tom so that the hoses secu­red in the fun­nel can com­for­tab­ly pass through them. Turn the bott­le upsi­de down and pla­ce it into the cut-​off bot­tom of the bott­le, which ser­ves as the base of the hat­che­ry. Also, thre­ad the hoses through the holes in this part from the insi­de out. Small val­ves can be atta­ched to the hoses. Howe­ver, I cho­se to clo­se the hoses with an ordi­na­ry laun­dry clip. Con­nect one hose, on which the­re is an air sto­ne, to the air compressor.

Clo­se the second hose with a val­ve or, as I did, fold it over and secu­re it with a laun­dry clip. The hat­che­ry is now rea­dy for pou­ring the solu­ti­on and hat­ching. To pre­vent water from lea­king through the hoses, sim­ply catch them with a wire hook on the edge of the hat­che­ry. Pour 1 liter of luke­warm water into the bott­le (I made a mark on the bott­le so that I did­n’t have to mea­su­re the water eve­ry time) and add a hea­ping teas­po­on of tab­le salt. I use sea salt, which is com­mon­ly avai­lab­le in gro­ce­ry sto­res. Start aera­ti­on to acti­ve­ly mix the water, and when the salt is dis­sol­ved, add the Arte­mia eggs. The amount depends on the num­ber of fish being fed, and it should be noted that the eggs are very small, so, for exam­ple, half a teas­po­on of eggs will yield a sig­ni­fi­cant amount of Arte­mia nauplii.


Der Autor des fol­gen­den Tex­tes: Róbert Toman

Die kle­i­ne Krus­ten­tie­rart Arte­mia sali­na ist ein belieb­tes leben­des (aber auch gef­ro­re­nes) Fut­ter für vie­le Arten von Zier­fis­chen. Vie­le Züch­ter von afri­ka­nis­chen Bunt­bars­chen ver­wen­den frisch gesch­lüpf­te Artemia-​Nauplien, um jun­ge Fis­che nach dem Auss­toß oder dem Ver­las­sen des Mut­ter­mauls zu füt­tern. Da nur Artemia-​Eier ver­füg­bar sind, ist es not­wen­dig, gee­ig­ne­te Bedin­gun­gen zu schaf­fen, damit mög­lichst vie­le Naup­lien sch­lüp­fen kön­nen. Dazu die­nen soge­nann­te Artemia-​Brutkästen. Es gibt vie­le vers­chie­de­ne Designs, aus denen ich ver­sucht habe, die bes­ten Eigen­schaf­ten aus­zu­wäh­len – hohe Sch­lüp­fqu­ote, gerin­ger War­tung­sau­fwand und Kos­ten. Für die Hers­tel­lung des Brut­kas­tens selbst habe ich eine klas­sis­che 1,5‑Liter-PET-Flasche ver­wen­det. Ich habe 2 iden­tis­che Flas­chen ver­wen­det. Natür­lich kann jede belie­bi­ge Flas­chen­größe ver­wen­det wer­den. Ich emp­feh­le jedoch, beim Kauf einer Flas­che nach einer Flas­che zu suchen, bei der das obe­re Drit­tel zum Hals hin auf irgen­de­i­ne Wei­se gezac­kt ist, nicht glatt. Dies ist wich­tig beim Entneh­men gesch­lüpf­ter Arte­mia aus der Flas­che, da beim Zie­hen lee­rer Eiers­cha­len oder nicht gesch­lüpf­ter Eier die­se an den Zacken der Flas­chen­wand hän­gen ble­i­ben und nicht mit den gesch­lüpf­ten Naup­lien ver­mischt wer­den. Schne­i­den Sie den Boden einer Flas­che direkt am Boden ab. Die­se Flas­che dient als eige­ner Brutkasten.

Schne­i­den Sie den unte­ren Teil der zwe­i­ten Flas­che auf eine Höhe von etwa 10 cm ab. Die­ser Teil dient als Basis, in die der Brut­kas­ten kop­füber ein­ge­setzt wird. Schne­i­den Sie den obe­ren Drit­tel der Flas­che mit dem Hals von die­ser zwe­i­ten Flas­che ab, um einen Trich­ter zu erhal­ten. Die­ser Teil dient als Abdec­kung des Brut­kas­tens, um ein Ver­s­prit­zen des Sal­zwas­sers zu ver­hin­dern. Die ein­zel­nen Tei­le sind im Bild unten zu sehen. Boh­ren Sie in den Trich­ter zwei Löcher, deren Durch­mes­ser an einen klas­sis­chen Kunsts­toffsch­lauch ange­passt ist, der beis­piel­swe­i­se für die Luft­ver­te­i­lung in Aqu­arien ver­wen­det wird. Boh­ren Sie die Löcher etwas kle­i­ner, damit die Sch­lä­u­che nur knapp hin­durch­pas­sen. Fädeln Sie die Sch­lä­u­che durch bei­de Löcher. Einer dient der Luft­zu­fuhr. Es ist mög­lich, den Sch­lauch ohne jeg­li­che Absch­luss­vor­rich­tung zu las­sen, aber mei­ner Erfah­rung nach ist es bes­ser, den kle­ins­ten mög­li­chen Lufts­te­in zu ver­wen­den. Ich habe einen wie bei gewöhn­li­chen Schaum­stoff­fil­tern ver­wen­det, die mit Luft bet­rie­ben wer­den. Der Vor­te­il der Ver­wen­dung eines Lufts­te­ins bes­teht darin, dass ver­hin­dert wird, dass Eier und Arte­mia in die­sen Sch­lauch gelan­gen, wenn die Belüf­tung aus­ges­chal­tet ist (beim Absau­gen gesch­lüpf­ter Arte­mia). Plat­zie­ren Sie den Ste­in in der Nähe des Trichters.

Fädeln Sie den gle­i­chen Sch­lauch durch das zwe­i­te Loch, des­sen Ende sich nahe am Trich­ter befin­det. Die­ser Sch­lauch dient zum Absau­gen gesch­lüpf­ter Artemia-​Nauplien. Die Flas­che mit dem Trich­ter ist bere­it, an die Flas­che anzu­set­zen. Sch­rau­ben Sie den Hals des Trich­ters darauf. Neh­men Sie den abge­schnit­te­nen Boden der Flas­che und boh­ren Sie nahe am Boden zwei Löcher, damit die in den Hals ein­ge­setz­ten Sch­lä­u­che bequ­em hin­durch­ge­hen kön­nen. Dre­hen Sie die Flas­che um und set­zen Sie sie in den abge­schnit­te­nen Boden der Flas­che ein, der als Basis des Brut­kas­tens dient. Fädeln Sie gle­i­ch­ze­i­tig die Sch­lä­u­che durch die Löcher in die­sem Teil von innen nach außen. Kle­i­ne Ven­ti­le kön­nen an die Sch­lä­u­che angesch­los­sen wer­den. Ich habe mich jedoch dafür ents­chie­den, die Sch­lä­u­che mit einem ein­fa­chen Wäs­che­klam­mern zu sch­lie­ßen. Sch­lie­ßen Sie einen Sch­lauch, an dem sich ein Lufts­te­in befin­det, an den Luft­kom­pres­sor an.

Sch­lie­ßen Sie den zwe­i­ten Sch­lauch mit einem Ven­til oder, wie ich es getan habe, fal­ten Sie ihn um und befes­ti­gen Sie ihn mit einer Wäs­che­klam­mer. Der Brut­kas­ten ist jetzt bere­it zum Ein­fül­len der Lösung und zum Sch­lüp­fen. Um ein Aus­lau­fen des Was­sers durch die Sch­lä­u­che zu ver­hin­dern, haken Sie sie ein­fach mit einem Draht­bügel am Rand des Brut­kas­tens ein. Gie­ßen Sie 1 Liter lau­war­mes Was­ser in die Flas­che (ich habe eine Mar­kie­rung auf der Flas­che gemacht, damit ich nicht jedes Mal das Was­ser mes­sen muss) und fügen Sie einen gehä­uf­ten Tee­löf­fel Spe­i­se­salz hin­zu. Ich ver­wen­de Meer­salz, das in Lebens­mit­tel­ges­chäf­ten erhält­lich ist. Star­ten Sie die Belüf­tung, um das Was­ser aktiv zu mis­chen, und fügen Sie dann die Artemia-​Eier hin­zu. Die Men­ge hängt von der Anzahl der zu füt­tern­den Fis­che ab, und es soll­te beach­tet wer­den, dass die Eier sehr kle­in sind, so dass zum Beis­piel ein hal­ber Tee­löf­fel Eier eine bet­rächt­li­che Men­ge Artemia-​Nauplien ergibt.


Lia­hnu­tie

Pre lia­hnu­tie nie je potreb­né robiť žiad­ne ďal­šie úpra­vy pod­mie­nok, i keď tep­lo­ta nad 25 °C je vhod­ná. Ja liah­nem arté­mie úspeš­ne i pri niž­ších tep­lo­tách. Úspeš­nosť lia­hnu­tia však závi­sí naj­mä na kva­li­te vají­čok. Pri sil­nom vzdu­cho­va­ní sa prvé arté­mie začnú liah­nuť asi po 20 hodi­nách, tak­že na dru­hý deň môže­me začať skr­mo­vať arté­mie. Zasta­ví­me vzdu­cho­va­nie (tu je vhod­né mať na hadič­ke pri­po­je­ný spät­ný ven­til, kto­rý zabrá­ni spät­né­mu toku vody z fľa­še do kom­pre­so­ra ale­bo jed­no­du­cho odpo­jí­me hadič­ku od kom­pre­so­ra a háči­kom si ju zave­sí­me na okraj liah­ne) a počká­me asi 10 min., kým vylia­hnu­té arté­mie kles­nú ku dnu a prázd­ne vajíč­ka vyplá­va­jú na hla­di­nu ale­bo sa zachy­tia na ste­ne fľa­še, prá­ve na vyš­šie spo­mí­na­ných vrúbkoch.

Potom uvoľ­ní­me šti­pec (ven­til) na dru­hej hadič­ke a cez veľ­mi jem­nú tka­ni­nu pre­ce­dí­me časť obsa­hu liah­ne nad prázd­nym pohá­rom. Na tka­ni­ne uvi­dí­me ružovo-​oranžovú hmo­tu, čo sú vylia­hnu­té arté­mie. Po prvom cede­ní sa spo­lu s arté­mia­mi na tka­ni­nu zväč­ša dosta­nú aj prázd­ne oba­ly vají­čok. Sna­ží­me sa, aby sme odsa­li čo naj­me­nej vají­čok, kto­ré by po skon­zu­mo­va­ní mlá­ďa­tám moh­li spô­so­biť prob­lé­my s trá­ve­ním, prí­pad­ne ich úhyn. Ja som však nikdy také­to prob­lé­my nepo­zo­ro­val a mlá­ďa­tá väč­ši­nou prázd­ne vajíč­ka vypľú­va­jú. Ak sme sce­di­li dosta­toč­né množ­stvo arté­mií, odsa­tú vodu vyle­je­me späť do liah­ne, vyfúk­ne­me vodu z hadič­ky, kto­rou sme cedi­li arté­mie, zais­tí­me ven­ti­lom (štip­com), pus­tí­me vzdu­cho­va­nie a pri ďal­šom kŕme­ní postup opa­ku­je­me. Tak­to sa dajú z jed­né­ho lia­hnu­tia zís­ka­vať arté­mie asi 3 dni, pod­ľa frek­ven­cie kŕme­nia. Nemá význam skr­mo­vať star­šie arté­mie, pre­to­že pre mla­dé ryb­ky je najv­hod­nej­šie pou­ží­vať čerstvo vylia­hnu­té arté­mie. Čím sú arté­mie star­šie, tým majú niž­šiu výživ­nú hod­no­tu. Po sce­de­ní posled­nej dáv­ky arté­mií fľa­šu vyplách­ne­me čis­tou vodou a môže­me si zaro­biť čerstvý roz­tok. Teore­tic­ky by sa dal pou­žiť pôvod­ný roz­tok zno­va, ale väč­ši­nou už býva čias­toč­ne zaka­le­ný. Pri cene soli sa prí­liš neo­pla­tí šet­riť a je lep­šie zaro­biť roz­tok čerstvý. Arté­mie sa liah­nu lep­šie. Nie­kto­rí cho­va­te­lia dokon­ca uvá­dza­jú, že čerstvá voda s vyš­ším obsa­hom chló­ru zlep­šu­je liah­ni­vosť vají­čok. Na koniec prak­tic­ká rada: Ak chce­me mať pra­vi­del­ný prí­sun čerstvých arté­mií, je dob­ré si vyro­biť nie­koľ­ko takých­to liah­ní a plniť ich napr. s roz­me­dzím 2 dní.


Hat­ching

No furt­her adjus­tments to con­di­ti­ons are neces­sa­ry for hat­ching, alt­hough tem­pe­ra­tu­res abo­ve 25°C are suitab­le. I have suc­cess­ful­ly hat­ched Arte­mia even at lower tem­pe­ra­tu­res. Howe­ver, hat­ching suc­cess depends main­ly on the quali­ty of the eggs. With strong aera­ti­on, the first Arte­mia naup­lii will start hat­ching after about 20 hours, so we can start fee­ding the Arte­mia the next day. We stop aera­ti­on (here it is advi­sab­le to have a check val­ve on the tubing to pre­vent backf­low of water from the bott­le to the com­pres­sor, or sim­ply dis­con­nect the tubing from the com­pres­sor and hang it on the edge of the hat­che­ry with a hook) and wait for about 10 minu­tes until the hat­ched Arte­mia sink down and the emp­ty eggs­hells flo­at to the sur­fa­ce or get caught on the bott­le wall, pre­ci­se­ly on the afo­re­men­ti­oned notches.

Then, we rele­a­se the clip (the val­ve) on the second tubing and fil­ter a por­ti­on of the hat­che­ry con­tents through a very fine cloth into an emp­ty cup. On the cloth, we’ll see a pink-​orange mass, which are hat­ched Arte­mia. After the first fil­te­ring, emp­ty eggs­hells usu­al­ly also end up on the cloth. We try to suck up as few eggs as possib­le, as they could cau­se diges­ti­on prob­lems or even death for the juve­ni­les after con­sump­ti­on. Howe­ver, I have never obser­ved such prob­lems, and the juve­ni­les usu­al­ly spit out the emp­ty eggs­hells. Once we have suc­ti­oned a suf­fi­cient amount of Arte­mia, we pour the suc­ti­oned water back into the hat­che­ry, blow out the water from the fil­te­ring tubing, secu­re it with a val­ve (a clip), start aera­ti­on, and repe­at the pro­cess for the next fee­ding. This way, Arte­mia can be obtai­ned from one hat­ching for about 3 days, depen­ding on the fee­ding fre­qu­en­cy. It does­n’t make sen­se to feed older Arte­mia, as fresh­ly hat­ched Arte­mia are best for young fish. The older the Arte­mia, the lower the­ir nut­ri­ti­onal value. After sie­ving the last batch of Arte­mia, we rin­se the bott­le with cle­an water and can pre­pa­re a fresh solu­ti­on. In the­ory, the ori­gi­nal solu­ti­on could be reused, but it is usu­al­ly alre­a­dy par­tial­ly clou­dy. Con­si­de­ring the cost of salt, it’s not real­ly worth saving, and it’s bet­ter to make a fresh solu­ti­on. Arte­mia hatch bet­ter. Some bre­e­ders even report that fresh water with a hig­her chlo­ri­ne con­tent impro­ves the hat­ching rate of the eggs. Final prac­ti­cal advi­ce: If we want to have a regu­lar supp­ly of fresh Arte­mia, it is good to make seve­ral such hat­che­ries and fill them eve­ry 2 days, for example.


Hat­ching

Für das Sch­lüp­fen sind kei­ne wei­te­ren Anpas­sun­gen der Bedin­gun­gen erfor­der­lich, obwohl Tem­pe­ra­tu­ren über 25 °C gee­ig­net sind. Ich sch­lüp­fe Arte­mia erfolg­re­ich auch bei nied­ri­ge­ren Tem­pe­ra­tu­ren. Die Sch­lüpf­ra­te hängt jedoch haupt­säch­lich von der Quali­tät der Eier ab. Bei kräf­ti­ger Belüf­tung begin­nen die ers­ten Artemia-​Nauplien nach etwa 20 Stun­den zu sch­lüp­fen, sodass wir am nächs­ten Tag mit dem Füt­tern der Arte­mia begin­nen kön­nen. Wir stop­pen die Belüf­tung (hier ist es rat­sam, einen Rücksch­lag­ven­til an der Lei­tung zu haben, das ein Rückf­lie­ßen von Was­ser aus der Flas­che in den Kom­pres­sor ver­hin­dert, oder ein­fach die Lei­tung vom Kom­pres­sor tren­nen und sie mit einem Haken am Rand der Brut­kam­mer befes­ti­gen) und war­ten etwa 10 Minu­ten, bis die gesch­lüpf­ten Arte­mia nach unten sin­ken und die lee­ren Eiers­cha­len an die Oberf­lä­che tre­i­ben oder an der Flas­chen­wand hän­gen ble­i­ben, gera­de an den oben erwähn­ten Zacken.

Dann lösen wir die Klam­mer (das Ven­til) an der zwe­i­ten Lei­tung und fil­tern einen Teil des Brut­kas­te­nin­halts über ein sehr fei­nes Tuch in ein lee­res Glas. Auf dem Tuch sehen wir eine rosa-​orangefarbene Mas­se, das sind gesch­lüpf­te Arte­mia. Nach dem ers­ten Fil­tern gelan­gen in der Regel auch lee­re Eiers­cha­len auf das Tuch. Wir ver­su­chen, so wenig wie mög­lich Eier abzu­sau­gen, die nach dem Ver­zehr für die Jun­gen Ver­dau­ungs­prob­le­me oder sogar ihren Tod verur­sa­chen könn­ten. Ich habe jedoch noch nie sol­che Prob­le­me beobach­tet, und die Jun­gen spuc­ken nor­ma­ler­we­i­se die lee­ren Eiers­cha­len aus. Wenn wir eine aus­re­i­chen­de Men­ge an Arte­mia abge­saugt haben, gie­ßen wir das abge­saug­te Was­ser zurück in den Brut­kas­ten, bla­sen das Was­ser aus der Fil­ter­le­i­tung aus, sichern es mit einem Ven­til (einer Klam­mer), star­ten die Belüf­tung und wie­der­ho­len den Vor­gang beim nächs­ten Füt­tern. Auf die­se Wei­se kön­nen Sie etwa 3 Tage lang Arte­mia aus einer Brut­kam­mer gewin­nen, je nach Füt­te­rungs­hä­u­fig­ke­it. Es macht kei­nen Sinn, älte­re Arte­mia zu füt­tern, da frisch gesch­lüpf­te Arte­mia am bes­ten für jun­ge Fis­che gee­ig­net sind. Je älter die Arte­mia sind, des­to gerin­ger ist ihr Nähr­wert. Nach dem Abse­i­hen der letz­ten Artemia-​Dosis spülen wir die Flas­che mit sau­be­rem Was­ser aus und kön­nen eine fris­che Lösung hers­tel­len. The­ore­tisch könn­te die urs­prün­gli­che Lösung wie­der­ver­wen­det wer­den, aber meis­tens ist sie bere­its tei­lwe­i­se trüb. Bei den Kos­ten für Salz lohnt es sich nicht wirk­lich zu spa­ren, und es ist bes­ser, eine fris­che Lösung her­zus­tel­len. Arte­mia sch­lüp­fen bes­ser. Eini­ge Züch­ter geben sogar an, dass fris­ches Was­ser mit einem höhe­ren Chlor­ge­halt die Sch­lüpf­ra­te der Eier ver­bes­sert. Absch­lie­ßen­der prak­tis­cher Rat: Wenn wir einen regel­mä­ßi­gen Nachs­chub an fris­chen Arte­mia haben möch­ten, ist es gut, meh­re­re sol­cher Brut­käs­ten her­zus­tel­len und sie beis­piel­swe­i­se alle 2 Tage zu füllen.


Refe­ren­cie [1]: Wiki­pe­dia

Odka­zy:



Use Facebook to Comment on this Post

2006-2010, 2008, Africké cichlidy, Akvaristika, Časová línia, Cichlidy, Malawi cichlidy, Organizmy, Príroda, Ryby, Živočíchy

Pseudotropheus saulosi

Hits: 7330

Druh jaze­ra Mala­wi. Samič­ka je žlto­hne­dá, samec je sfar­be­ný do mod­ra. Zná­my ak ako Sau­lo­si Cich­lid, je druh cich­li­dy pochá­dza­jú­cej z jaze­ra Mala­wi. Dosa­hu­jú veľ­kosť oko­lo 8 cm a sú pomer­ne mie­ru­mi­lov­né voči iným rybám. Ten­to druh sa bež­ne vysky­tu­je v blíz­kos­ti skal­na­tých úte­sov v jaze­re. Malawi.


Spe­cies from Lake Mala­wi. The fema­le is yellow-​brown, the male is blue-​colored. Also kno­wn as the Sau­lo­si Cich­lid, it is a spe­cies of cich­lid ori­gi­na­ting from Lake Mala­wi. They reach a size of about 8 cm and are rela­ti­ve­ly pea­ce­ful towards other fish. This spe­cies is com­mon­ly found near roc­ky reefs in Lake Malawi.


Art aus dem Mala­wi­see. Das Weib­chen ist gelblich-​braun, das Männ­chen ist blau gefärbt. Auch bekannt als Saulosi-​Buntbarsch, ist es eine Art von Bunt­bars­chen, die aus dem Mala­wi­see stammt. Sie erre­i­chen eine Größe von etwa 8 cm und sind rela­tiv fried­lich gege­nüber ande­ren Fis­chen. Die­se Art kommt häu­fig in der Nähe von fel­si­gen Rif­fen im Mala­wi­see vor.


Aina kuto­ka Ziwa Mala­wi. Jike ni manjano-​kahawia, dume lina ran­gi ya bluu. Ina­ju­li­ka­na pia kama Sau­lo­si Cich­lid, ni aina ya sama­ki aina ya cich­lid ina­y­o­to­ka­na na Ziwa Mala­wi. Wana­fi­kia ukub­wa wa kari­bu sen­ti­mi­ta 8 na ni was­ta­ni wa ama­ni kue­le­kea sama­ki wen­gi­ne. Aina hii mara nyin­gi hupa­ti­ka­na kari­bu na miam­ba ya miam­ba kati­ka Ziwa Malawi.


Odka­zy

Use Facebook to Comment on this Post

2006-2010, 2008, Africké cichlidy, Akvaristika, Časová línia, Cichlidy, Malawi cichlidy, Organizmy, Príroda, Ryby, Živočíchy

Malé tmavomodré nezmary Pseudotropheus demasoni

Hits: 10534

Dema­son­ky sú krás­ne ryby doras­ta­jú­ce do 6 cm. Sú veľ­mi nezná­šan­li­vé voči sebe aj bojov­né voči iným dru­hom. Dovo­ľu­jú si aj voči desať krát väč­ším sokom. Čas­to nahá­ňa­jú mlaď s úmys­lom zastra­še­nia. Je to však nád­her­ná tma­vo­mod­rá ryba, kto­rá sa ťaž­šie roz­mno­žu­je. Je vhod­né cho­vať dema­son­ky vo väč­šom počte, tre­bárs 20 – 50 jedin­cov. Pohla­vie sa určí len veľ­mi ťaž­ko, viac-​menej len pod­ľa sprá­va­nia. Sam­ček oby­čaj­ne plá­va po celom akvá­riu a dospe­lá samič­ka je väč­ši­nu dňa na jed­nom mies­te, resp. zdr­žu­je sa len vo svo­jom úzko vyme­dze­nom rajó­ne. Dema­son­ky sú veľ­mi ele­gant­né rybič­ky, ak sú v kon­dí­cii tak sú nád­her­nou čas­ťou náš­ho akvá­ria. V jaze­re Mala­wi sa vysky­tu­je na dvoch loka­li­tách: Pombo RocksNdum­bi Reef (Akva​ris​ta​.cz). Regis­tru­jem tie­to for­my: Pombo Rocks, Ndum­bi Reef. Sam­ce majú výraz­né mod­ré a čier­ne pru­hy na svo­jom telách. V prí­rod­nom pro­stre­dí žijú v skal­na­tých oblastiach.


Dema­so­nis are beau­ti­ful fish that grow up to 6 cm. They are very into­le­rant towards each other and agg­res­si­ve towards other spe­cies. They dare to chal­len­ge fish ten times the­ir size and often cha­se fry with the inten­ti­on of inti­mi­da­ti­on. Howe­ver, they are stun­ning dark blue fish that repro­du­ce less easi­ly. It is advi­sab­le to keep Dema­so­nis in lar­ger groups, for exam­ple, 20 – 50 indi­vi­du­als. Deter­mi­ning the­ir gen­der is quite chal­len­ging, most­ly based on beha­vi­or. The male usu­al­ly swims throug­hout the enti­re aqu­arium, whi­le the matu­re fema­le spends most of the day in one pla­ce or sta­ys in her nar­ro­wly defi­ned ter­ri­to­ry. Dema­so­nis are very ele­gant fish, and when in good con­di­ti­on, they beco­me a beau­ti­ful part of our aqu­arium. In Lake Mala­wi, they are found in two loca­ti­ons: Pombo Rocks and Ndum­bi Reef (Akva​ris​ta​.cz). I regis­ter the­se forms: Pombo Rocks, Ndum­bi Reef. Males have dis­tinc­ti­ve blue and black stri­pes on the­ir bodies. In the­ir natu­ral envi­ron­ment, they live in roc­ky areas.


Dema­so­nis sind wun­ders­chöne Fis­che, die bis zu 6 cm groß wer­den. Sie sind sehr into­le­rant gege­nüber ihren Art­ge­nos­sen und agg­res­siv gege­nüber ande­ren Arten. Sie wagen es, sich Fis­chen anzu­neh­men, die zehn­mal so groß sind wie sie selbst, und jagen oft Nach­wuchs, um ihn ein­zus­chüch­tern. Den­noch han­delt es sich um atem­be­rau­bend dun­kelb­laue Fis­che, die sich etwas sch­we­rer ver­meh­ren. Es ist rat­sam, Dema­so­nis in größe­ren Grup­pen zu hal­ten, beis­piel­swe­i­se 20 – 50 Indi­vi­du­en. Das Gesch­lecht zu bes­tim­men ist ziem­lich heraus­for­dernd, haupt­säch­lich basie­rend auf dem Ver­hal­ten. Das Männ­chen sch­wimmt nor­ma­ler­we­i­se durch das gesam­te Aqu­arium, wäh­rend das aus­ge­wach­se­ne Weib­chen den größten Teil des Tages an einem Ort verb­ringt oder sich in ihrem eng defi­nier­ten Ter­ri­to­rium auf­hält. Dema­so­nis sind sehr ele­gan­te Fis­che, und wenn sie sich in gutem Zus­tand befin­den, wer­den sie zu einem wun­ders­chönen Teil unse­res Aqu­ariums. Im Mala­wi­see kom­men sie an zwei Stan­dor­ten vor: Pombo Rocks und Ndum­bi Reef (Akva​ris​ta​.cz). Ich regis­trie­re die­se For­men: Pombo Rocks, Ndum­bi Reef. Männ­chen haben auf­fäl­li­ge blaue und sch­war­ze Stre­i­fen auf ihren Kör­pern. In ihrer natür­li­chen Umge­bung leben sie in fel­si­gen Gebieten.


Dema­so­ni ni sama­ki wazu­ri wana­okua hadi sen­ti­mi­ta 6. Wana­ko­sa uvu­mi­li­vu kati yao na ni wagom­vi kwa spis­hi nyin­gi­ne. Wana­ji­tia kus­hin­da­na na sama­ki kumi mara ukub­wa wao na mara nyin­gi­ne huwa­fu­ku­za fry kwa nia ya kuwa­tis­ha. Hata hivyo, ni sama­ki wa ran­gi ya buluu yenye kuvu­tia ambao wana­za­lis­ha kwa ugu­mu zai­di. Inas­hau­ri­wa kuwa­we­ka Dema­so­ni kwa makun­di makub­wa, kwa mfa­no, watu 20 – 50. Kutam­bua jin­sia zao ni jam­bo lenye chan­ga­mo­to, kwa kia­si kikub­wa kulin­ga­na na tabia. Kiu­me kawai­da huoge­lea kote kwe­nye tan­gi, waka­ti wa kike mzi­ma hupi­tis­ha sehe­mu kub­wa ya siku maha­li pamo­ja au hukaa kati­ka eneo lake dogo la uha­ki­ka. Dema­so­ni ni sama­ki wa kupen­de­za sana, na wana­po­ku­wa kati­ka hali nzu­ri, wana­ku­wa sehe­mu nzu­ri ya bwa­wa letu la sama­ki. Ziwa Mala­wi, wana­pa­ti­ka­na kwe­nye mae­neo mawi­li: Pombo Rocks na Ndum­bi Reef (Akva​ris​ta​.cz). Nina­sa­ji­li haya: Pombo Rocks, Ndum­bi Reef. Wanau­me wana mis­ta­ri ya buluu na nyeusi kwe­nye mii­li yao. Kati­ka mazin­gi­ra yao asi­lia, wana­kaa mae­neo ya miamba.


Odka­zy

Pseudotropheus demasoni
Imrich Ful­jer – www​.cich​lid​.sk

Use Facebook to Comment on this Post

Akvaristika, Biológia

Kyslík v živote rýb – pozitíva i negatíva

Hits: 12609

Autor prís­pev­ku: Róbert Toman

Pozi­tív­ne pôso­be­nie kys­lí­ka na živé orga­niz­my je vše­obec­ne zná­me. Ryby potre­bu­jú k svoj­mu živo­tu kys­lík rov­na­ko ako sucho­zem­ské sta­vov­ce, hoci spô­sob ich dýcha­nia je úpl­ne odliš­ný. Keď­že nema­jú pľú­ca, kys­lík musí pre­ni­kať z vody do krvi pria­mo cez tka­ni­vá, kto­ré sú v pria­mom kon­tak­te s vodou, teda cez žiab­re. Kys­lík, kto­rý má difun­do­vať do krvi cez žiab­re musí byť samoz­rej­me roz­pus­te­ný, pre­to­že ryby nema­jú schop­nosť pri­jí­mať kys­lík vo for­me bub­li­niek. Odchyt rýb, tran­s­port a ich chov v zaja­tí má váž­ne meta­bo­lic­ké náro­ky v moz­gu, sva­loch, srd­ci, žiab­rach a ďal­ších tka­ni­vách. Vše­obec­ne ich nazý­va­me stres, ale fyzi­olo­gic­ká situ­ácia je omno­ho kom­pli­ko­va­nej­šia. Stres spo­je­ný s odchy­tom a vypus­te­ním rýb do iné­ho pro­stre­dia môže pris­pieť k úmr­tnos­ti rýb. Pocho­pe­nie ener­ge­tic­ké­ho meta­bo­liz­mu rýb a fak­to­rov, kto­ré ho ovplyv­ňu­jú sú dôle­ži­té pre správ­ne zaob­chá­dza­nie s ryba­mi ich ošet­re­nie po odchy­te. Pred zhod­no­te­ním rizík, kto­ré súvi­sia s kys­lí­kom vo vode a pre ich pocho­pe­nie si pri­blíž­me aspoň v krát­kos­ti fyzi­olo­gic­ké pocho­dy spo­je­né s fun­kci­ou kys­lí­ka v orga­niz­me rýb.

Ener­ge­tic­ký meta­bo­liz­mus a potre­ba kyslíka 

Ener­gia, kto­rá sa pou­ží­va na zabez­pe­če­nie všet­kých bun­ko­vých fun­kcií sa zís­ka­va z ade­no­zín­tri­fos­fá­tu (ATP). Je potreb­ný na kon­trak­cie sva­lov, vede­nie ner­vo­vých impul­zov v moz­gu, čin­nosť srd­ca, na prí­jem kys­lí­ka žiab­ra­mi atď. Ak bun­ka potre­bu­je ener­giu, roz­po­je­ním väzieb v ATP sa uvoľ­ní ener­gia. Ved­ľaj­ším pro­duk­tom tej­to reak­cie je ade­no­zín­di­fos­fát (ADP) a anor­ga­nic­ký fos­fát. V bun­ke ADP a fos­fát môžu zno­va rea­go­vať cez kom­pli­ko­va­né meta­bo­lic­ké deje a tvo­rí sa ATP. Väč­ši­na slad­ko­vod­ných rýb potre­bu­je veľ­ké množ­stvo kys­lí­ka v pro­stre­dí. Ten­to kys­lík je potreb­ný hlav­ne ako pali­vo” pre bio­che­mic­ké mecha­niz­my spo­je­né s pro­ces­mi cyk­lu ener­gie. Ener­ge­tic­ký meta­bo­liz­mus, kto­rý je spo­je­ný s kys­lí­kom je vyso­ko účin­ný a zabez­pe­ču­je trva­lé dodá­va­nie ener­gie, kto­rú potre­bu­je ryba na základ­né fyzi­olo­gic­ké fun­kcie. Ten­to meta­bo­liz­mus sa ozna­ču­je aerób­ny metabolizmus.

Nie všet­ka pro­duk­cia ener­gie vyža­du­je kys­lík. Bun­ky majú vyvi­nu­tý mecha­niz­mus udr­žia­vať dodáv­ku ener­gie počas krát­ke­ho obdo­bia, keď je hla­di­na kys­lí­ka níz­ka (hypo­xia). Ana­e­rób­ny ale­bo hypo­xic­ký ener­ge­tic­ký meta­bo­liz­mus je málo účin­ný a nie je schop­ný pro­du­ko­vať dosta­tok ener­gie pre tka­ni­vá počas dlhé­ho obdo­bia. Ryby potre­bu­jú kon­štant­ný prí­sun ener­gie. K tomu potre­bu­jú stá­le a dosta­toč­né množ­stvo kys­lí­ka. Nedos­ta­tok kys­lí­ka rých­lo zba­vu­je ryby ener­gie, kto­rú potre­bu­jú k živo­tu. Ryby sú schop­né plá­vať nepretr­ži­te na dlhé vzdia­le­nos­ti bez úna­vy v znač­nej rých­los­ti. Ten­to typ plá­va­nia ryby využí­va­jú pri nor­mál­nom plá­va­ní a na dlhé vzdia­le­nos­ti. Sva­ly, kto­ré sa na tom­to pohy­be podie­ľa­jú, využí­va­jú veľ­ké množ­stvo kys­lí­ka na syn­té­zu ener­gie. Ak majú ryby dosta­tok kys­lí­ka, nikdy sa neuna­via pri dlho­do­bom plá­va­ní. Rých­le, prud­ké a vyso­ko inten­zív­ne plá­va­nie trvá nor­mál­ne iba nie­koľ­ko sekúnd, prí­pad­ne minút a kon­čí fyzic­kým sta­vom vyčer­pa­nia. Ten­to typ plá­va­nia využí­va­jú ryby pri love, mig­rá­cii pro­ti prú­du ale­bo pri úte­ku. Ten­to typ pohy­bu úpl­ne vyčer­pá ener­ge­tic­ké záso­by. Obno­va môže trvať hodi­ny, nie­ke­dy aj dni, čo závi­sí na prí­stup­nos­ti kys­lí­ka, trva­ní rých­le­ho plá­va­nia a stup­ni vyčer­pa­nia ener­ge­tic­kých zásob. Ak sa naprí­klad ryba, kto­rá bola pri odchy­te úpl­ne zba­ve­ná ener­gie, umiest­ni do inej nádr­že, potre­bu­je množ­stvo kys­lí­ka a pokoj­né mies­to, kde by obno­vi­la záso­by ener­gie. Ak sa však umiest­ni do nádo­by, kde je málo kys­lí­ka, nedo­ká­že obno­viť ener­giu a skôr či neskôr hynie. Nie nedos­ta­tok kys­lí­ka zabí­ja rybu, ale nedos­ta­tok ener­gie a neschop­nosť obno­viť ener­ge­tic­ké záso­by. Je jas­né, že to sú pod­mien­ky, kto­ré extrém­ne stre­su­jú ryby.

Fak­to­ry ovplyv­ňu­jú­ce obno­vu energie

Spo­lu so stra­tou ener­ge­tic­kých zásob počas rých­le­ho plá­va­nia naras­tá v tka­ni­vách a krvi hla­di­na lak­tá­tu. Keď­že sa jed­ná o kyse­li­nu, pro­du­ku­je ióny vodí­ka, kto­ré zni­žu­jú pH tka­nív a dodá­va­nie ener­gie do bun­ky. Tiež zvy­šu­je vypla­vo­va­nie dôle­ži­tých meta­bo­li­tov z bun­ky, kto­ré sú potreb­né pri obno­ve ener­gie. Vylu­čo­va­nie lak­tá­tu a obno­va nor­mál­nej fun­kcie buniek môže trvať od 4 do 12 hodín. Pri tom­to pro­ce­se hrá dôle­ži­tú úlo­hu veľ­kosť tela, tep­lo­ta vody, tvrdo­sť a pH vody a dostup­nosť kyslíka.

  • Veľ­kosť tela – exis­tu­je pozi­tív­na kore­lá­cia medzi ana­e­rób­nym ener­ge­tic­kým meta­bo­liz­mom a potre­bou ener­gie. Väč­šie ryby teda potre­bu­jú viac ener­gie na rých­le plá­va­nie. To spô­so­bu­je vyš­ší výdaj ener­gie a dlh­ší čas obnovy
  • Tep­lo­ta vody – vylu­čo­va­nie lak­tá­tu a iných meta­bo­li­tov výraz­ne ovplyv­ňu­je tep­lo­ta vody. Väč­šie zme­ny tep­lo­ty výraz­ne ovplyv­ňu­jú schop­nosť rýb obno­viť ener­ge­tic­ké záso­by. Je pre­to potreb­né sa vyva­ro­vať veľ­kým zme­nám tep­lo­ty, kto­ré zni­žu­jú schop­nosť obno­vy energie.
  • Tvrdo­sť vody – zní­že­nie tvrdo­s­ti vody má dôle­ži­tý úči­nok na meta­bo­liz­mus a aci­do­bá­zic­kú rov­no­vá­hu krvi. Väč­ši­na prác sa zaobe­ra­la vply­vom na mor­ské dru­hy a nie je úpl­ne jas­né, či sú tie­to výsled­ky pre­nos­né aj na slad­ko­vod­né ryby. Keď sú slad­ko­vod­né ryby stre­so­va­né, voda pre­ni­ká cez bun­ko­vé mem­brá­ny, hlav­ne žia­bier a krv je red­šia. Toto zrie­de­nie krvi zvy­šu­je náro­ky na udr­žia­va­nie rov­no­vá­hy solí v orga­niz­me, čiže udr­žia­va­nie osmo­tic­kej rov­no­vá­hy. Viac sa dočí­ta­te nižšie.
  • pH vody – v kys­lej­šom pro­stre­dí sú ryby schop­né obno­viť ener­giu rých­lej­šie. Vyš­šie pH ten­to pro­ces výraz­ne spo­ma­ľu­je, čo je rizi­ko­vé pre dru­hy vyža­du­jú­ce vyš­šie pH, ako napr. afric­ké cich­li­dy jazier Mala­wi a Tanganika.

Regu­lá­cia osmo­tic­ké­ho tla­ku – udr­žia­va­nie rov­no­vá­hy solí stre­so­va­ných rýb

Regu­lá­cia hla­di­ny solí je zákla­dom živo­ta. Štruk­tú­ra a fun­kcia bun­ky úzko súvi­sí s vodou a látok v nej roz­pus­te­ných. Ryba pou­ží­va znač­nú ener­giu na kon­tro­lu zlo­že­nia vnút­ro­bun­ko­vých a mimo­bun­ko­vých teku­tín. U rýb táto osmo­re­gu­lá­cia spot­re­bu­je asi 2550% cel­ko­vé­ho meta­bo­lic­ké­ho výda­ja, čo je prav­de­po­dob­ne naj­viac spo­me­dzi živo­čí­chov. Mecha­niz­mus, kto­rý ryby využí­va­jú na udr­žia­va­nie rov­no­vá­hy solí je veľ­mi kom­pli­ko­va­ný a extrém­ne závis­lý na ener­gii. Pre­to­že účin­nosť ana­e­rób­ne­ho ener­ge­tic­ké­ho meta­bo­liz­mu je iba na úrov­ni 110 ener­ge­tic­ké­ho meta­bo­liz­mu v pro­stre­dí boha­tom na kys­lík, ener­ge­tic­ká potre­ba pre osmo­re­gu­lá­ciu tka­nív nie je mož­ná iba ana­e­rób­nym ener­ge­tic­kým meta­bo­liz­mom. Rých­ly pokles hla­di­ny ATP v bun­ke spô­so­bu­je spo­ma­le­nie až zasta­ve­nie fun­kcie bun­ko­vých ióno­vých púmp, kto­ré regu­lu­jú pohyb solí cez bun­ko­vú mem­brá­nu. Pre­ru­še­nie čin­nos­ti ióno­vej pum­py spô­so­bu­je stra­tu rov­no­vá­hy iónov v bun­ke a dochá­dza k rizi­ku smr­ti bun­ky a ryby.

Slad­ko­vod­né aj mor­ské ryby trva­lo čelia nut­nos­ti ióno­vej a osmo­tic­kej regu­lá­cie. Slad­ko­vod­né ryby, kto­rých kon­cen­trá­cia iónov v tka­ni­vách je omno­ho vyš­šia ako vo vode, musia regu­lo­vať prí­jem a stra­tu vody cez prie­pust­né epi­te­liál­ne tka­ni­vá a močom. Tie­to ryby pro­du­ku­jú veľ­ké množ­stvo moču, kto­ré­ho den­né množ­stvo tvo­rí 20% hmot­nos­ti tela. Oblič­ky rýb sú vyso­ko účin­né v odstra­ňo­va­ní vody z tela a sú takis­to účin­né aj v zadr­žia­va­ní solí v tele. Zatiaľ čo veľ­mi malé množ­stvo soli pre­ni­ká do moču, väč­ši­na osmo­re­gu­lač­ných dejov sa zabez­pe­ču­je žiab­ra­mi. Sodík je hlav­ný ión tka­nív. Tran­s­port sodí­ka cez bun­ko­vú mem­brá­nu je vyso­ko závis­lý na ener­gii a umož­ňu­je ho enzým Na/​K‑ATP-​áza. Ten­to enzým sa nachá­dza v bun­ko­vej mem­brá­ne a využí­va ener­giu, kto­rú dodá­va ATP na pre­nos sodí­ka jed­ným sme­rom cez bun­ko­vú mem­brá­nu. Dras­lík sa pohy­bu­je opač­ným sme­rom. Ten­to pro­ces umož­ňu­je sva­lo­vú kon­trak­ciu, posky­tu­je elek­tro­che­mic­ký gra­dient potreb­ný na čin­nosť srd­ca a umož­ňu­je pre­nos všet­kých sig­ná­lov v moz­gu a ner­voch. Väč­ši­na osmo­re­gu­lá­cie u rýb sa deje v žiab­rach a fun­gu­je nasle­dov­ne: Čpa­vok sa tvo­rí ako odpa­do­vý pro­dukt meta­bo­liz­mu rýb. Keď sú ryby v pohy­be, tvo­ria väč­šie množ­stvo čpav­ku a ten sa musí vylú­čiť z krvi. Na roz­diel od vyš­ších živo­čí­chov, ryby nevy­lu­ču­jú čpa­vok močom. Čpa­vok a väč­ši­na dusí­ka­tých odpa­do­vých látok pre­stu­pu­je cez mem­brá­nu žia­bier (asi 8090%). Čpa­vok sa vymie­ňa pri pre­cho­de cez mem­brá­nu žia­bier za sodík. Tak­to sa zni­žu­je množ­stvo čpav­ku v krvi a zvy­šu­je sa jeho kon­cen­trá­cia v bun­kách žia­bier. Naopak, sodík pre­chá­dza z buniek žia­bier do krvi. Aby sa nahra­dil sodík v bun­kách žia­bier a obno­vi­la sa rov­no­vá­ha solí, bun­ky žia­bier vylú­čia čpa­vok do vody a vyme­nia ho za sodík z vody. Podob­ným spô­so­bom sa vymie­ňa­jú chlo­ri­do­vé ióny za bikar­bo­nát. Pri dýcha­ní je ved­ľaj­ší pro­dukt CO2 a voda. Bikar­bo­nát sa tvo­rí, keď CO2 z bun­ko­vé­ho dýcha­nia rea­gu­je s vodou v bun­ke. Ryby nemô­žu, na roz­diel od sucho­zem­ských živo­čí­chov, vydých­nuť CO2 a mies­to toho sa zlu­ču­je s vodou a tvo­rí sa bikar­bo­ná­to­vý ión. Chlo­ri­do­vé ióny sa dostá­va­jú do bun­ky a bikar­bo­nát von z bun­ky do vody. Tým­to spô­so­bom sa zamie­ňa vodík za sodík, čím sa napo­má­ha kon­tro­le pH krvi.

Tie­to dva mecha­niz­my výme­ny iónov sa nazý­va­jú absor­pcia a sek­ré­cia a vysky­tu­jú sa v dvoch typoch buniek žia­bier, res­pi­rač­ných a chlo­ri­do­vých. Chlo­ri­do­vé bun­ky vylu­ču­jú soli, sú väč­šie a vyvi­nu­tej­šie u mor­ských dru­hov rýb. Res­pi­rač­né bun­ky, kto­ré sú potreb­né pre výme­nu ply­nov, odstra­ňo­va­nie dusí­ka­tých odpa­do­vých pro­duk­tov a udr­žia­va­nie aci­do­bá­zic­kej rov­no­vá­hy, sú vyvi­nu­tej­šie u slad­ko­vod­ných rýb. Sú záso­bo­va­né arte­riál­nou krvou a zabez­pe­ču­jú výme­nu sodí­ka a chlo­ri­dov za čpa­vok a bikar­bo­nát. Tie­to pro­ce­sy sú opäť vyso­ko závis­lé na prí­stup­nos­ti ener­gie. Ak nie je dosta­tok ener­gie na fun­go­va­nie ióno­vej pum­py, nemô­že dochá­dzať k ich výme­ne a voda zapla­ví” bun­ky difú­zi­ou a to spô­so­bí smrť rýb.

Dôsled­ky nedos­tat­ku kys­lí­ka v pro­ce­se osmoregulácie

Len nie­koľ­ko minút nedos­tat­ku kys­lí­ka, mem­brá­na buniek moz­gu strá­ca schop­nosť kon­tro­lo­vať rov­no­vá­hu iónov a uvoľ­ňu­jú sa neuro­trans­mi­te­ry, kto­ré urých­ľu­jú vstup váp­ni­ka do bun­ky. Zvý­še­ná hla­di­na váp­ni­ka v bun­kách spúš­ťa množ­stvo dege­ne­ra­tív­nych pro­ce­sov, kto­ré vedú k poško­de­niu ner­vo­vej sústa­vy a k smr­ti. Tie­to pro­ce­sy zahŕňa­jú poško­de­nie DNA, dôle­ži­tých bun­ko­vých pro­te­ínov a bun­ko­vej mem­brá­ny. Tvo­ria sa voľ­né radi­ká­ly a oxid dusi­tý, kto­ré poško­dzu­jú bun­ko­vé orga­ne­ly. Podob­né pro­ce­sy sa dejú aj v iných orgá­noch (pečeň, sva­ly, srd­ce a krv­né bun­ky). Ak sa dosta­ne do bun­ky váp­nik, je potreb­né veľ­ké množ­stvo ener­gie na jeho odstrá­ne­nie kal­ci­ový­mi pum­pa­mi, kto­ré vyža­du­jú ATP. Ďal­ší dôsle­dok hypo­xie je uvoľ­ňo­va­nie hor­mó­nov z hypo­fý­zy, z kto­rých u rýb pre­va­žu­je pro­lak­tín. Uvoľ­ne­nie toh­to hor­mó­nu ovplyv­ňu­je prie­pust­nosť bun­ko­vej mem­brá­ny v žiab­rach, koži, oblič­kách, čre­ve a ovplyv­ňu­je mecha­niz­mus tran­s­por­tu iónov. Jeho uvoľ­ne­nie napo­má­ha regu­lá­cii rov­no­vá­hy vody a iónov zni­žo­va­ním príj­mu vody a zadr­žia­va­ním dôle­ži­tých iónov, hlav­ne Na+ a Cl-. Tým pomá­ha udr­žia­vať rov­no­vá­hu solí v krvi a v tka­ni­vách a brá­ni nabobt­na­niu rýb vodou.

Naj­väč­šia hroz­ba pre slad­ko­vod­né ryby je stra­ta iónov difú­zi­ou do vody, skôr než vylu­čo­va­nie nad­byt­ku vody. Hoci regu­lá­cia rov­no­vá­hy vody môže mať význam, je sekun­dár­na vo vzťa­hu k zadr­žia­va­niu iónov. Pro­lak­tín zni­žu­je osmo­tic­kú prie­pust­nosť žia­bier zadr­žia­va­ním iónov a vylu­čo­va­ním vody. Zvy­šu­je tiež vylu­čo­va­nie hlie­nu žiab­ra­mi, čím napo­má­ha udr­žia­vať rov­no­vá­hu iónov a vody tým, že zabra­ňu­je pre­cho­du mole­kúl cez mem­brá­nu. U rýb, kto­ré boli stre­so­va­né chy­ta­ním, prud­kým plá­va­ním, sa z tka­nív odčer­pá­va ener­gia a trvá nie­koľ­ko hodín až dní, kým sa jej záso­by obno­via. Ana­e­rób­ny ener­ge­tic­ký meta­bo­liz­mus nie je schop­ný to zabez­pe­čiť v plnej mie­re a je potreb­né veľ­ké množ­stvo kys­lí­ka. Ak je ho nedos­ta­tok, vedie to k úhy­nu rýb. Nemu­sia však uhy­núť hneď. Rov­no­vá­ha solí sa nemô­že zabez­pe­čiť bez dostat­ku kyslíka.

Potre­ba kyslíka

Kys­lík je hlav­ným fak­to­rom, kto­rý ovplyv­ňu­je pre­ži­tie rýb v stre­se. Nie tep­lo­ta vody ani hla­di­na soli. Pred­sa však je tep­lo­ta hlav­ný uka­zo­va­teľ toho, koľ­ko kys­lí­ka vo vode je pre ryby dostup­né­ho a ako rých­lo ho budú môcť využiť. Maxi­mál­ne množ­stvo roz­pus­te­né­ho kys­lí­ka vo vode sa ozna­ču­je hla­di­na satu­rá­cie. Táto kle­sá so stú­pa­ním tep­lo­ty. Napr. pri tep­lo­te 21°C je voda nasý­te­ná kys­lí­kom pri jeho kon­cen­trá­cii 8,9 mg/​l, pri 26°C je to pri kon­cen­trá­cii 8 mg/​l a pri 32°C len 7,3 mg/​l. Pri vyš­ších tep­lo­tách sa zvy­šu­je meta­bo­liz­mus rýb a rých­lej­šie využí­va­jú aj kys­lík. Kon­cen­trá­cia kys­lí­ka pod 5 mg/​l pri 26°C môže byť rých­lo smrteľná.

Vzduch a kys­lík vo vode – môže aj ško­diť. Pri cho­ve cich­líd sa čas­to cho­va­teľ sna­ží zabez­pe­čiť maxi­mál­ne pre­vzduš­ne­nie vody veľ­mi sil­ným vzdu­cho­va­ním. Nie­kto­rí cho­va­te­lia využí­va­jú mož­nos­ti pri­sá­va­nia vzdu­chu pred vyús­te­ním vývo­du inter­né­ho ale­bo exter­né­ho fil­tra, iní pou­ží­va­jú samos­tat­né vzdu­cho­vé kom­pre­so­ry, kto­rý­mi vhá­ňa­jú vzduch do vody cez vzdu­cho­va­cie kame­ne s veľ­mi jem­ný­mi pór­mi. Oba spô­so­by vzdu­cho­va­nia sú schop­né vytvo­riť obrov­ské množ­stvo mik­ro­sko­pic­kých bub­li­niek. Veľ­kosť bub­lín kys­lí­ka ale­bo vzdu­chu môže význam­ne zme­niť ché­miu vody, stu­peň pre­no­su ply­nov a kon­cen­trá­ciu roz­pus­te­ných ply­nov. Rizi­ko poško­de­nia zdra­via a úhy­nu rýb vzni­ká naj­mä pri tran­s­por­te v uzav­re­tých nádo­bách, do kto­rých sa vhá­ňa vzduch ale­bo kys­lík pod tla­kom. Urči­té rizi­ko však vzni­ká aj pri nad­mer­nom jem­nom vzdu­cho­va­ní v akvá­riách. Mik­ro­sko­pic­ké bub­lin­ky ply­nu sa môžu pri­le­piť na žiab­re, skre­ly, kožu a oči a spô­so­bo­vať trau­mu a ply­no­vú embó­liu. Poško­de­nie žia­bier a ply­no­vá embó­lia nega­tív­ne ovplyv­ňu­jú zdra­vie rýb a pre­ží­va­teľ­nosť, obme­dzu­jú výme­nu ply­nov pri dýcha­ní a vedú k hypo­xii, zadr­žia­va­niu CO2 a res­pi­rač­nej aci­dó­ze. Čis­tý kys­lík je účin­né oxi­do­vad­lo. Mik­ro­sko­pic­ké bub­lin­ky obsa­hu­jú­ce čis­tý kys­lík sa môžu pri­chy­tiť na lís­t­ky žia­bier, vysu­šu­jú ich, dráž­dia, oxi­du­jú a spô­so­bu­jú che­mic­ké popá­le­nie jem­né­ho epi­te­liál­ne­ho tka­ni­va. Ak voda vyze­rá mlieč­ne zaka­le­ná s množ­stvom minia­túr­nych bub­lín, kto­ré sa pri­le­pu­jú na skre­ly a žiab­re ale­bo na vnú­tor­né ste­ny nádo­by, je potreb­né tie­to pod­mien­ky pova­žo­vať za poten­ciál­ne toxic­ké a vše­obec­ne nezdra­vé pre ryby. Ak je pôso­be­nie ply­nu v tom­to sta­ve dlh­šie trva­jú­ce a par­ciál­ny tlak kys­lí­ka sa pohy­bu­je oko­lo 1 atmo­sfé­ry (namies­to 0,2 atm., ako je vo vzdu­chu), šan­ca pre­ži­tia pre ryby kle­sá. Stla­če­ný vzduch je vhod­ný, ak sa dopĺňa kon­ti­nu­ál­ne v roz­me­dzí bez­peč­nej kon­cen­trá­cie kys­lí­ka, ale pôso­be­ním stla­če­né­ho vzdu­chu ale­bo dodá­va­né­ho pod vyso­kým par­ciál­nym tla­kom vo vode, môžu ryby pre­stať dýchať, čím sa zvy­šu­je kon­cen­trá­cia CO2 v ich orga­niz­me. To môže viesť k zme­nám aci­do­bá­zic­kej rov­no­vá­hy (res­pi­rač­nej aci­dó­zy) v orga­niz­me rýb a zvy­šo­vať úhyn. Čis­tý stla­če­ný kys­lík obsa­hu­je 5‑násobne vyš­ší obsah kys­lí­ka ako vzduch. Pre­to je potre­ba jeho dodá­va­nia asi 15 pri čis­tom kys­lí­ku opro­ti záso­bo­va­niu vzdu­chom. Veľ­mi malé bub­li­ny kys­lí­ka sa roz­púš­ťa­jú rých­lej­šie než väč­šie, pre­to­že majú väč­ší povrch vzhľa­dom k obje­mu, ale kaž­dá ply­no­vá bub­li­na potre­bu­je na roz­pus­te­nie vo vode dosta­toč­ný pries­tor. Ak ten­to pries­tor chý­ba ale­bo je nedos­ta­toč­ný, mik­ro­bub­li­ny môžu zostať v sus­pen­zii vo vode, pri­chy­tá­va­jú sa k povr­chom pred­me­tov vo vode ale­bo poma­ly stú­pa­jú k hladine.

Mik­ro­sko­pic­ké bub­lin­ky ply­nu sa roz­púš­ťa­jú vo vode rých­lej­šie a dodá­va­jú viac ply­nu do roz­to­ku než väč­šie bub­li­ny. Tie­to pod­mien­ky môžu pre­sy­co­vať vodu kys­lí­kom, ak množ­stvo bub­li­niek ply­nu tvo­rí hmlu” vo vode a zostá­va­jú rozp­tý­le­né (v sus­pen­zii) a kys­lík s vyso­kým tla­kom môže byť toxic­ký kvô­li tvor­be voľ­ných radi­ká­lov. Mik­ro­sko­pic­ké vzdu­cho­vé bub­lin­ky môžu tiež spô­so­biť ply­no­vú embó­liu. Arte­riál­na ply­no­vá embó­lia a emfy­zém tka­nív môžu byť reál­ne a tvo­ria nebez­pe­čen­stvo naj­mä pri tran­s­por­te živých rýb. Je pre­to potreb­né sa vyhnúť sus­pen­zii ply­no­vých bub­lín v tran­s­port­nej vode. Prob­lém arte­riál­nej ply­no­vej embó­lie počas tran­s­por­tu vzni­ká aj pre­to, že ryby nema­jú mož­nosť sa poto­piť do väč­šej hĺb­ky (ako to robia ryby vypus­te­né do jaze­ra), kde je vyš­ší tlak vody, kto­rý by roz­pus­til jem­né bub­lin­ky v obe­ho­vom sys­té­me. Dva kľú­čo­vé body zlep­šu­jú poho­du veľ­ké­ho počtu odchy­te­ných a stre­so­va­ných rýb pri transporte:

  • Zvý­šiť par­ciál­ny tlak O2 nad nasý­te­nie stla­če­ným kys­lí­kom a doda­nie dosť veľ­kých bub­lín, aby unik­li povr­chom vody. Vzduch tvo­rí naj­mä dusík a mik­ro­sko­pic­ké bub­lin­ky dusí­ka tiež môžu pri­lip­núť na žiab­re. Bub­lin­ky aké­ho­koľ­vek ply­nu pri­chy­te­né na žiab­re môžu ovplyv­niť dýcha­nie a naru­šiť zdra­vie rýb. Ak sa tran­s­por­tu­jú ryby vo vode pre­sý­te­nej bub­lin­ka­mi, vzni­ká prav­de­po­dob­nosť vzni­ku hypo­xie, hyper­kar­bie, res­pi­rač­nej aci­dó­zy, ocho­re­nia a smrti.
  • Zvý­šiť sla­nosť vody na 3 – 5 mg/​l. Soľ (sta­čí aj neiodi­do­va­ná NaCl) je vhod­ná pri tran­s­por­te rýb. V stre­se ryby strá­ca­jú ióny a toto môže byť pre ne viac stre­su­jú­ce. Ener­ge­tic­ká potre­ba tran­s­por­tu iónov cez mem­brá­ny buniek môže pred­sta­vo­vať význam­nú stra­tu ener­gie vyža­du­jú­cu ešte viac kys­lí­ka. Tran­s­port rýb v nádo­bách, kto­ré obsa­hu­jú hmlu mik­ro­sko­pic­kých bub­lín, môžu byť nebez­peč­ná pre tran­s­por­to­va­né ryby zvy­šo­va­ním mož­nos­ti one­sko­re­nej smr­ti po vypus­te­ní. Ryby tran­s­por­to­va­né v ako­by mlieč­ne zaka­le­nej vode sú stre­so­va­né, dochá­dza k ich fyzic­ké­mu poško­de­niu, zvy­šu­je sa cit­li­vosť k infek­ciám, ocho­re­niu a úhyn po vypus­te­ní po tran­s­por­te. Po vypus­te­ní rýb, kto­ré pre­ži­li prvot­ný toxic­ký vplyv kys­lí­ka, po tran­s­por­te môžu byť kvô­li poško­de­ným žiab­ram cit­li­vej­šie na rôz­ne pato­gé­ny a násled­ne sa môže vysky­to­vať zvý­še­ný úhyn počas nie­koľ­kých dní až týž­dňov po tran­s­por­te. Veľ­mi pre­vzduš­ne­ná voda nezna­me­ná pre­kys­li­če­ná. Veľ­mi pre­vzduš­ne­ná voda je čas­to pre­sý­te­ná plyn­ným dusí­kom, kto­rý môže spô­so­biť ocho­re­nie. Mik­ro­sko­pic­ké bub­lin­ky obsa­hu­jú­ce naj­mä dusík, môžu spô­so­biť emfy­zém tka­nív pri tran­s­por­te, podob­ne, ako je tomu u potápačov.

Aut­hor of the post: Róbert Toman

The posi­ti­ve impact of oxy­gen on living orga­nisms is gene­ral­ly well-​known. Fish, like ter­res­trial ver­teb­ra­tes, need oxy­gen for the­ir sur­vi­val, alt­hough the way they bre­at­he is enti­re­ly dif­fe­rent. Sin­ce they lack lungs, oxy­gen must penet­ra­te from the water into the blo­od direct­ly through tis­su­es that are in direct con­tact with the water, such as gills. Oxy­gen, which is sup­po­sed to dif­fu­se into the blo­od through the gills, must be dis­sol­ved, as fish can­not take in oxy­gen in the form of bubb­les. The cap­tu­re, tran­s­por­ta­ti­on, and cap­ti­vi­ty of fish have seri­ous meta­bo­lic demands on the brain, musc­les, heart, gills, and other tis­su­es. We com­mon­ly refer to them as stress, but the phy­si­olo­gi­cal situ­ati­on is much more com­pli­ca­ted. Stress asso­cia­ted with the cap­tu­re and rele­a­se of fish into a dif­fe­rent envi­ron­ment can con­tri­bu­te to fish mor­ta­li­ty. Unders­tan­ding the ener­gy meta­bo­lism of fish and the fac­tors that influ­en­ce it is cru­cial for the pro­per hand­ling and tre­at­ment of fish after cap­tu­re. Befo­re eva­lu­ating the risks asso­cia­ted with oxy­gen in the water and unders­tan­ding them, let’s brief­ly out­li­ne the phy­si­olo­gi­cal pro­ces­ses rela­ted to the func­ti­on of oxy­gen in the fis­h’s body.

Ener­gy Meta­bo­lism and Oxy­gen Requirement

The ener­gy used to ensu­re all cel­lu­lar func­ti­ons are per­for­med is deri­ved from ade­no­si­ne trip­hosp­ha­te (ATP). It is requ­ired for musc­le con­trac­ti­ons, trans­mis­si­on of ner­ve impul­ses in the brain, heart acti­vi­ty, and oxy­gen inta­ke through the gills, among other func­ti­ons. When a cell needs ener­gy, bre­a­king the bonds in ATP rele­a­ses ener­gy. The by-​products of this reac­ti­on are ade­no­si­ne dip­hosp­ha­te (ADP) and inor­ga­nic phosp­ha­te. In the cell, ADP and phosp­ha­te can react again through com­plex meta­bo­lic pro­ces­ses to form ATP. Most fres­hwa­ter fish requ­ire a sig­ni­fi­cant amount of oxy­gen in the­ir envi­ron­ment. This oxy­gen is needed pri­ma­ri­ly as fuel” for bio­che­mi­cal mecha­nisms asso­cia­ted with ener­gy cyc­le pro­ces­ses. The ener­gy meta­bo­lism asso­cia­ted with oxy­gen is high­ly effi­cient and ensu­res a con­ti­nu­ous supp­ly of ener­gy needed for the fis­h’s basic phy­si­olo­gi­cal func­ti­ons. This meta­bo­lism is refer­red to as aero­bic metabolism.

Not all ener­gy pro­duc­ti­on requ­ires oxy­gen. Cells have deve­lo­ped a mecha­nism to main­tain ener­gy supp­ly during short peri­ods when oxy­gen levels are low (hypo­xia). Ana­e­ro­bic or hypo­xic ener­gy meta­bo­lism is less effi­cient and can­not pro­du­ce enough ener­gy for tis­su­es over a long peri­od. Fish need a cons­tant supp­ly of ener­gy, requ­iring a con­ti­nu­ous and suf­fi­cient amount of oxy­gen. Oxy­gen defi­cien­cy quick­ly dep­ri­ves fish of the ener­gy they need to live. Fish are capab­le of swim­ming con­ti­nu­ous­ly for long dis­tan­ces wit­hout fati­gue at con­si­de­rab­le spe­ed. They use this type of swim­ming during nor­mal acti­vi­ty and for long-​distance tra­vel. The musc­les invol­ved in this move­ment uti­li­ze a lar­ge amount of oxy­gen for ener­gy synt­he­sis. If fish have enough oxy­gen, they never tire during pro­lon­ged swim­ming. Rapid, inten­se swim­ming lasts nor­mal­ly only a few seconds or minu­tes and ends in a sta­te of phy­si­cal exhaus­ti­on. Fish use this type of move­ment during hun­ting, ups­tre­am mig­ra­ti­on, or esca­pe. This type of move­ment com­ple­te­ly dep­le­tes ener­gy reser­ves. Reco­ve­ry can take hours, some­ti­mes even days, depen­ding on oxy­gen avai­la­bi­li­ty, the dura­ti­on of rapid swim­ming, and the degree of dep­le­ti­on of ener­gy reser­ves. For exam­ple, if a fish com­ple­te­ly dep­le­ted of ener­gy during cap­tu­re is pla­ced in anot­her tank, it needs a sig­ni­fi­cant amount of oxy­gen and a calm pla­ce to reple­nish ener­gy reser­ves. Howe­ver, if pla­ced in a con­tai­ner with low oxy­gen, it can­not res­to­re ener­gy and sooner or later dies. It is cle­ar that the­se are con­di­ti­ons that extre­me­ly stress fish.

Fac­tors Influ­en­cing Ener­gy Recovery

Along with the dep­le­ti­on of ener­gy reser­ves during rapid swim­ming, the levels of lac­ta­te in tis­su­es and blo­od inc­re­a­se. As lac­ta­te is an acid, it pro­du­ces hyd­ro­gen ions that lower the pH of tis­su­es and impe­de the deli­ve­ry of ener­gy to the cell. It also inc­re­a­ses the eff­lux of impor­tant meta­bo­li­tes from the cell, neces­sa­ry for ener­gy reco­ve­ry. The eli­mi­na­ti­on of lac­ta­te and the res­to­ra­ti­on of nor­mal cell func­ti­on can take from 4 to 12 hours. In this pro­cess, body size, water tem­pe­ra­tu­re, water hard­ness and pH, and oxy­gen avai­la­bi­li­ty play cru­cial roles.

  • Body Size: The­re is a posi­ti­ve cor­re­la­ti­on bet­we­en ana­e­ro­bic ener­gy meta­bo­lism and ener­gy demand. Lar­ger fish, the­re­fo­re, requ­ire more ener­gy for rapid swim­ming. This results in hig­her ener­gy expen­di­tu­re and a lon­ger reco­ve­ry time.
  • Water Tem­pe­ra­tu­re: The exc­re­ti­on of lac­ta­te and other meta­bo­li­tes is sig­ni­fi­can­tly influ­en­ced by water tem­pe­ra­tu­re. Sub­stan­tial chan­ges in tem­pe­ra­tu­re sig­ni­fi­can­tly affect the fis­h’s abi­li­ty to reple­nish ener­gy reser­ves. It is neces­sa­ry to avo­id lar­ge tem­pe­ra­tu­re fluc­tu­ati­ons, which redu­ce the abi­li­ty to reco­ver energy.
  • Water Hard­ness: Dec­re­a­sing water hard­ness has a sig­ni­fi­cant effect on meta­bo­lism and the acid-​base balan­ce of blo­od. Most stu­dies have focu­sed on the impact on mari­ne spe­cies, and it is not enti­re­ly cle­ar whet­her the­se results are trans­fe­rab­le to fres­hwa­ter fish. When fres­hwa­ter fish are stres­sed, water penet­ra­tes through cell mem­bra­nes, espe­cial­ly gills, and the blo­od beco­mes dilu­ted. This blo­od dilu­ti­on inc­re­a­ses the demands on main­tai­ning salt balan­ce in the body, i.e., main­tai­ning osmo­tic balan­ce. More infor­ma­ti­on on this is pro­vi­ded below.
  • Water pH: In an aci­dic envi­ron­ment, fish can reco­ver ener­gy more quick­ly. Hig­her pH sig­ni­fi­can­tly slo­ws down this pro­cess, which poses a risk for spe­cies requ­iring hig­her pH, such as Afri­can cich­lids from the Mala­wi and Tan­ga­ny­i­ka lakes.

Osmo­tic Pre­ssu­re Regu­la­ti­on – Main­tai­ning Salt Balan­ce in Stres­sed Fish

Regu­la­ti­on of salt levels is fun­da­men­tal to life. The struc­tu­re and func­ti­on of cells are clo­se­ly rela­ted to the water and dis­sol­ved sub­stan­ces wit­hin them. Fish expend sig­ni­fi­cant ener­gy to con­trol the com­po­si­ti­on of intra­cel­lu­lar and extra­cel­lu­lar flu­ids. In fish, osmo­re­gu­la­ti­on con­su­mes about 25 – 50% of the total meta­bo­lic expen­di­tu­re, like­ly the hig­hest among ani­mals. The mecha­nism fish use to main­tain salt balan­ce is high­ly com­plex and extre­me­ly energy-​dependent. Sin­ce the effi­cien­cy of ana­e­ro­bic ener­gy meta­bo­lism is only about 110 of the ener­gy meta­bo­lism in an oxygen-​rich envi­ron­ment, the ener­gy requ­ire­ment for tis­sue osmo­re­gu­la­ti­on is not fea­sib­le through ana­e­ro­bic ener­gy meta­bo­lism alo­ne. A rapid dec­re­a­se in ATP levels in the cell slo­ws down or stops the func­ti­on of cel­lu­lar ion pumps that regu­la­te the move­ment of salts across the cell mem­bra­ne. The inter­rup­ti­on of ion pump acti­vi­ty leads to an imba­lan­ce of ions in the cell, posing a risk of cell and fish death.

Both fres­hwa­ter and mari­ne fish cons­tan­tly face the need for ion and osmo­tic regu­la­ti­on. Fres­hwa­ter fish, with ion con­cen­tra­ti­ons in tis­su­es much hig­her than in water, must regu­la­te water inta­ke and loss through per­me­ab­le epit­he­lial tis­su­es and uri­ne. The­se fish pro­du­ce a lar­ge amount of uri­ne, with dai­ly amounts cons­ti­tu­ting 20% of body weight. Fish kid­ne­ys are high­ly effi­cient in remo­ving water from the body and are also effec­ti­ve in retai­ning salts. Whi­le very litt­le salt penet­ra­tes into the uri­ne, most osmo­re­gu­la­to­ry pro­ces­ses are faci­li­ta­ted by the gills. Sodium is the main ion in tis­su­es. The tran­s­port of sodium across the cell mem­bra­ne is high­ly depen­dent on ener­gy and is faci­li­ta­ted by the enzy­me Na/​K‑ATPase. This enzy­me is loca­ted in the cell mem­bra­ne and uses the ener­gy supp­lied by ATP to tran­s­port sodium uni­di­rec­ti­onal­ly across the cell mem­bra­ne. Potas­sium moves in the oppo­si­te direc­ti­on. This pro­cess enab­les musc­le con­trac­ti­on, pro­vi­des the elect­ro­che­mi­cal gra­dient neces­sa­ry for heart func­ti­on, and allo­ws the trans­mis­si­on of all sig­nals in the brain and ner­ves. Most osmo­re­gu­la­ti­on in fish occurs in the gills and works as fol­lo­ws: Ammo­nia is pro­du­ced as a was­te pro­duct of fish meta­bo­lism. When fish are in moti­on, a lar­ger amount of ammo­nia is pro­du­ced, and it must be exc­re­ted from the blo­od. Unli­ke hig­her ani­mals, fish do not exc­re­te ammo­nia through uri­ne. Ammo­nia and most nit­ro­ge­nous was­te sub­stan­ces pass through the gill mem­bra­ne (about 80 – 90%). As ammo­nia pas­ses through the gill mem­bra­ne, it is exchan­ged for sodium. This redu­ces the amount of ammo­nia in the blo­od and inc­re­a­ses its con­cen­tra­ti­on in gill cells. Con­ver­se­ly, sodium pas­ses from gill cells to the blo­od. To repla­ce sodium in gill cells and res­to­re salt balan­ce, gill cells exc­re­te ammo­nia into the water and exchan­ge it for sodium from the water. Simi­lar­ly, chlo­ri­de ions are exchan­ged for bicar­bo­na­te. During res­pi­ra­ti­on, the byp­ro­duct is CO2 and water. Bicar­bo­na­te is for­med when CO2 from cel­lu­lar res­pi­ra­ti­on reacts with water in the cell. Fish can­not, unli­ke ter­res­trial ani­mals, exha­le CO2 and ins­te­ad com­bi­ne it with water to form bicar­bo­na­te ions. Chlo­ri­de ions enter the cell, and bicar­bo­na­te exits the cell into the water. This exchan­ge of hyd­ro­gen for sodium helps con­trol blo­od pH.

The­se two mecha­nisms of ion exchan­ge are cal­led absorp­ti­on and sec­re­ti­on, occur­ring in two types of gill cells: res­pi­ra­to­ry and chlo­ri­de cells. Chlo­ri­de cells, res­pon­sib­le for exc­re­ting salts, are lar­ger and more deve­lo­ped in mari­ne fish spe­cies. Res­pi­ra­to­ry cells, cru­cial for gas exchan­ge, remo­val of nit­ro­ge­nous was­te pro­ducts, and main­tai­ning acid-​base balan­ce, are more deve­lo­ped in fres­hwa­ter fish. They are supp­lied by arte­rial blo­od and faci­li­ta­te the exchan­ge of sodium and chlo­ri­de for ammo­nia and bicar­bo­na­te. The­se pro­ces­ses are again high­ly depen­dent on ener­gy acces­si­bi­li­ty. If the­re is not enough ener­gy for the ion pump to func­ti­on, the exchan­ge can­not occur, and water flo­ods” the cells through dif­fu­si­on, lea­ding to the death of the fish.

Con­se­qu­en­ces of Oxy­gen Shor­ta­ge in Osmoregulation

Just a few minu­tes of oxy­gen dep­ri­va­ti­on cau­se the brain cell mem­bra­ne to lose the abi­li­ty to con­trol ion balan­ce, rele­a­sing neuro­trans­mit­ters that acce­le­ra­te cal­cium entry into the cell. Ele­va­ted cal­cium levels in cells trig­ger nume­rous dege­ne­ra­ti­ve pro­ces­ses that lead to dama­ge to the ner­vous sys­tem and death. The­se pro­ces­ses inc­lu­de DNA dama­ge, impor­tant cel­lu­lar pro­te­ins, and the cell mem­bra­ne. Free radi­cals and nit­ro­gen oxi­de are for­med, dama­ging cel­lu­lar orga­nel­les. Simi­lar pro­ces­ses occur in other organs (liver, musc­les, heart, and blo­od cells). If cal­cium enters the cell, a lar­ge amount of ener­gy is needed to remo­ve it with cal­cium pumps, which requ­ire ATP. Anot­her con­se­qu­en­ce of hypo­xia is the rele­a­se of hor­mo­nes from the pitu­ita­ry gland, with pro­lac­tin pre­vai­ling in fish. The rele­a­se of this hor­mo­ne affects the per­me­a­bi­li­ty of the cell mem­bra­ne in the gills, skin, kid­ne­ys, intes­ti­nes, influ­en­cing the ion tran­s­port mecha­nism. Its rele­a­se helps regu­la­te the balan­ce of water and ions by redu­cing water inta­ke and retai­ning impor­tant ions, main­ly Na+ and Cl-. This helps main­tain salt balan­ce in the blo­od and tis­su­es and pre­vents fish from swel­ling with water.

The big­gest thre­at to fres­hwa­ter fish is the loss of ions through dif­fu­si­on into the water rat­her than exc­re­ti­on of excess water. Alt­hough water balan­ce regu­la­ti­on may be impor­tant, it is secon­da­ry to ion reten­ti­on. Pro­lac­tin redu­ces the osmo­tic per­me­a­bi­li­ty of the gills by retai­ning ions and exc­re­ting water. It also inc­re­a­ses mucus sec­re­ti­on in the gills, hel­ping main­tain the balan­ce of ions and water by pre­ven­ting the pas­sa­ge of mole­cu­les through the mem­bra­ne. In fish stres­sed by cap­tu­re or vigo­rous swim­ming, ener­gy is dep­le­ted from the tis­su­es, and it takes seve­ral hours to days for its reser­ves to reple­nish. Ana­e­ro­bic ener­gy meta­bo­lism can­not ful­ly pro­vi­de for this, requ­iring a sub­stan­tial amount of oxy­gen. A lack of oxy­gen leads to fish mor­ta­li­ty. Howe­ver, they may not die imme­dia­te­ly. Salt balan­ce can­not be main­tai­ned wit­hout an ade­qu­ate supp­ly of oxygen.

The need for oxy­gen is a cri­ti­cal fac­tor that influ­en­ces the sur­vi­val of fish under stress, more so than water tem­pe­ra­tu­re or sali­ni­ty levels. Howe­ver, water tem­pe­ra­tu­re is a key indi­ca­tor of how much oxy­gen is avai­lab­le to fish and how quick­ly they can uti­li­ze it. The maxi­mum amount of dis­sol­ved oxy­gen in water is kno­wn as the satu­ra­ti­on level, and it dec­re­a­ses as the water tem­pe­ra­tu­re rises. For exam­ple, at a tem­pe­ra­tu­re of 21°C, water is satu­ra­ted with oxy­gen at a con­cen­tra­ti­on of 8.9 mg/​l, at 26°C, it’s satu­ra­ted at 8 mg/​l, and at 32°C, it drops to only 7.3 mg/​l. Hig­her tem­pe­ra­tu­res inc­re­a­se the meta­bo­lism of fish, lea­ding to a fas­ter uti­li­za­ti­on of oxy­gen. A con­cen­tra­ti­on of oxy­gen below 5 mg/​l at 26°C can be rapid­ly lethal.

Air and Oxy­gen in Water – Can Harm Too

In some cich­lid bre­e­ding setups, hob­by­ists often aim for maxi­mum water aera­ti­on through power­ful air pumps. Some use air inta­ke befo­re the out­let of inter­nal or exter­nal fil­ters, whi­le others employ sepa­ra­te air com­pres­sors to inject air into the water through air sto­nes with very fine pores. Both aera­ti­on met­hods can cre­a­te a vast num­ber of mic­ros­co­pic bubb­les. The size of oxy­gen or air bubb­les can sig­ni­fi­can­tly alter water che­mis­try, gas exchan­ge effi­cien­cy, and the con­cen­tra­ti­on of dis­sol­ved gases. Risks to the health and sur­vi­val of fish ari­se, espe­cial­ly during tran­s­por­ta­ti­on in clo­sed con­tai­ners whe­re air or oxy­gen is for­ced into the water under pre­ssu­re. The­re­’s also a risk with exces­si­ve and fine aera­ti­on in aqu­ariums. Mic­ros­co­pic gas bubb­les can adhe­re to gills, sca­les, skin, and eyes, cau­sing trau­ma and gas embo­lism. Dama­ged gills and gas embo­lism nega­ti­ve­ly affect fish health and sur­vi­va­bi­li­ty, limi­ting gas exchan­ge during bre­at­hing and lea­ding to hypo­xia, CO2 reten­ti­on, and res­pi­ra­to­ry aci­do­sis. Pure oxy­gen is an effec­ti­ve oxi­di­zer. Mic­ros­co­pic bubb­les con­tai­ning pure oxy­gen can attach to gill fila­ments, dry­ing them out, irri­ta­ting them, cau­sing oxi­da­ti­on, and resul­ting in che­mi­cal burns to the deli­ca­te epit­he­lial tis­sue. If the water appe­ars mil­ky with nume­rous tiny bubb­les stic­king to sca­les, gills, or the tan­k’s inner walls, the­se con­di­ti­ons should be con­si­de­red poten­tial­ly toxic and gene­ral­ly unhe­alt­hy for fish. If the acti­on of gas is pro­lon­ged and the par­tial pre­ssu­re of oxy­gen hovers around 1 atmo­sp­he­re (ins­te­ad of the nor­mal 0.2 atm. in air), the chan­ces of fish sur­vi­val dec­re­a­se. Com­pres­sed air is suitab­le if it is con­ti­nu­ous­ly supp­lied wit­hin a safe oxy­gen con­cen­tra­ti­on ran­ge. Howe­ver, the acti­on of com­pres­sed air or oxy­gen supp­lied under high pre­ssu­re into the water can cau­se fish to stop bre­at­hing, inc­re­a­sing the con­cen­tra­ti­on of CO2 in the­ir bodies. This can lead to chan­ges in the acid-​base balan­ce (res­pi­ra­to­ry aci­do­sis) in fish, rai­sing mor­ta­li­ty. Pure com­pres­sed oxy­gen con­tains five times more oxy­gen than air. The­re­fo­re, the need for its supp­ly is about 15 of that for air. Very small oxy­gen bubb­les dis­sol­ve fas­ter than lar­ger ones becau­se they have a lar­ger sur­fa­ce area rela­ti­ve to volu­me. Howe­ver, each gas bubb­le needs suf­fi­cient spa­ce to dis­sol­ve in water. If this spa­ce is lac­king or insuf­fi­cient, mic­ro­bubb­les may remain in sus­pen­si­on in the water, adhe­re to sur­fa­ces in the water, or slo­wly rise to the surface.

Mic­ros­co­pic gas bubb­les dis­sol­ve in water quick­ly, deli­ve­ring more gas into the solu­ti­on than lar­ger bubb­les. The­se con­di­ti­ons can over­sa­tu­ra­te water with oxy­gen if the quan­ti­ty of gas bubb­les cre­a­tes a mist” in the water and remains dis­per­sed (in sus­pen­si­on). High-​pressure oxy­gen can be toxic due to the for­ma­ti­on of free radi­cals. Mic­ros­co­pic oxy­gen bubb­les can also cau­se gas embo­lism. Arte­rial gas embo­lism and tis­sue emp­hy­se­ma can be real dan­gers, espe­cial­ly during the tran­s­port of live fish. It is neces­sa­ry to avo­id the sus­pen­si­on of gas bubb­les in tran­s­port water. The prob­lem of arte­rial gas embo­lism during tran­s­port ari­ses becau­se fish do not have the oppor­tu­ni­ty to sub­mer­ge into dee­per waters (as fish rele­a­sed into a lake might), whe­re the water pre­ssu­re is hig­her, hel­ping to dis­sol­ve fine bubb­les in the cir­cu­la­to­ry sys­tem. Two key points impro­ve the well-​being of a lar­ge num­ber of caught and stres­sed fish during transport:

  • Inc­re­a­sing the Par­tial Pre­ssu­re of O2 Abo­ve Satu­ra­ti­on with Com­pres­sed Oxy­gen and Supp­ly­ing Suf­fi­cien­tly Lar­ge Bubb­les to Esca­pe the Water Sur­fa­ce. Air main­ly con­sists of nit­ro­gen, and mic­ros­co­pic nit­ro­gen bubb­les can also adhe­re to the gills. Bubb­les of any gas atta­ched to the gills can affect bre­at­hing and dis­rupt the health of fish. If fish are tran­s­por­ted in water over­sa­tu­ra­ted with bubb­les, the­re is a like­li­ho­od of hypo­xia, hyper­car­bia, res­pi­ra­to­ry aci­do­sis, dise­a­ses, and death.
  • Inc­re­a­sing the Sali­ni­ty of Water to 3 – 5 mg/​l. Salt (non-​iodized NaCl is suf­fi­cient) is suitab­le for fish tran­s­port. In stress, fish lose ions, which can be more stress­ful for them. The ener­gy requ­ired for ion tran­s­port through cell mem­bra­nes can repre­sent a sig­ni­fi­cant loss of ener­gy, requ­iring even more oxy­gen. Tran­s­por­ting fish in con­tai­ners con­tai­ning a mist of mic­ros­co­pic bubb­les can be dan­ge­rous for tran­s­por­ted fish, inc­re­a­sing the like­li­ho­od of dela­y­ed mor­ta­li­ty after rele­a­se. Fish tran­s­por­ted in water that appe­ars mil­ky and con­tains mic­ro­bubb­les are stres­sed, expe­rien­ce phy­si­cal dama­ge, and have inc­re­a­sed sus­cep­ti­bi­li­ty to infec­ti­ons, ill­nes­ses, and post-​transport mortality.

After the rele­a­se of fish that sur­vi­ved the ini­tial toxic effects of oxy­gen during tran­s­port, they may be more sen­si­ti­ve to vari­ous pat­ho­gens. As a result, inc­re­a­sed mor­ta­li­ty may occur in the days to weeks fol­lo­wing tran­s­port. Very aera­ted water does not mean oxy­ge­na­ted water. High­ly aera­ted water is often over­sa­tu­ra­ted with gase­ous nit­ro­gen, which can cau­se ill­ness. Mic­ros­co­pic bubb­les con­tai­ning main­ly nit­ro­gen can cau­se tis­sue emp­hy­se­ma during tran­s­port, simi­lar to what hap­pens to divers.


Lite­ra­tú­ra

Cech, J.J. Jr., Cast­le­ber­ry, D.T., Hop­kins, T.E. 1994. Tem­pe­ra­tu­re and CO2 effects on blo­od O2 equ­ilib­ria in squ­awfish, Pty­cho­che­i­lus ore­go­nen­sis. In: Can. J. Fish. Aqu­at. Sci., 51, 1994, 13 – 19.
Cech, J.J. Jr., Cast­le­ber­ry, D.T., Hop­kins, T.E., Peter­sen, J.H. 1994. Nort­hern squ­awfish, Pty­cho­che­i­lus ore­go­nen­sis, O2 con­sump­ti­on and res­pi­ra­ti­on model: effects of tem­pe­ra­tu­re and body size. In: Can. J. Fish. Aqu­at. Sci., 51, 1994, 8 – 12.
Croc­ker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1998. Effects of hyper­cap­nia on blood-​gas and acid-​base sta­tus in the whi­te stur­ge­on, Aci­pen­ser trans­mon­ta­nus. In: J. Comp. Phy­si­ol., B168, 1998, 50 – 60.
Croc­ker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1997. Effects of envi­ron­men­tal hypo­xia on oxy­gen con­sump­ti­on rate and swim­ming acti­vi­ty in juve­ni­le whi­te stur­ge­on, Aci­pen­ser trans­mon­ta­nus, in rela­ti­on to tem­pe­ra­tu­re and life inter­vals. In: Env. Biol. Fish., 50, 1997, 383 – 389.
Croc­ker, C.E., Far­rell, A.P., Gam­perl, A.K., Cech, J.J. Jr. 2000. Car­di­ores­pi­ra­to­ry res­pon­ses of whi­te stur­ge­on to envi­ron­men­tal hyper­cap­nia. In: Amer. J. Phy­si­ol. Regul. Integr. Comp. Phy­si­ol., 279, 2000, 617 – 628.
Fer­gu­son, R.A, Kief­fer, J.D., Tufts, B.L. 1993. The effects of body size on the acid-​base and meta­bo­lic sta­tus in the whi­te musc­le of rain­bow trout befo­re and after exhaus­ti­ve exer­ci­se. In: J. Exp. Biol., 180, 1993, 195 – 207.
Hyl­land, P., Nils­son, G.E., Johans­son, D. 1995. Ano­xic brain fai­lu­re in an ectot­her­mic ver­teb­ra­te: rele­a­se of ami­no acids and K+ in rain­bow trout tha­la­mus. In: Am. J. Phy­si­ol., 269, 1995, 1077 – 1084.
Kief­fer, J.D., Cur­rie, S., Tufts, B.L. 1994. Effects of envi­ron­men­tal tem­pe­ra­tu­re on the meta­bo­lic and acid-​base res­pon­ses on rain­bow trout to exhaus­ti­ve exer­ci­se. In: J. Exp. Biol., 194, 1994, 299 – 317.
Krum­schna­bel, G., Sch­warz­baum, P.J., Lisch, J., Bia­si, C., Wei­ser, W. 2000. Oxygen-​dependent ener­ge­tics of anoxia-​intolerant hepa­to­cy­tes. In: J. Mol. Biol., 203, 2000, 951 – 959.
Laiz-​Carrion, R., Sangiao-​Alvarellos, S., Guz­man, J.M., Mar­tin, M.P., Migu­ez, J.M., Soen­gas, J.L., Man­ce­ra, J.M. 2002. Ener­gy meta­bo­lism in fish tis­su­es rela­ed to osmo­re­gu­la­ti­on and cor­ti­sol acti­on: Fish gro­wth and meta­bo­lism. Envi­ron­men­tal, nut­ri­ti­onal and hor­mo­nal regu­la­ti­on. In: Fish Phy­si­ol. Bio­chem., 27, 2002, 179 – 188.
Mac­Cor­mack, T.J., Drie­dzic, W.R. 2002. Mito­chon­drial ATP-​sensitive K+ chan­nels influ­en­ce for­ce deve­lop­ment and ano­xic con­trac­ti­li­ty in a flat­fish, yel­lo­wtail floun­der Liman­da fer­ru­gi­nea, but not Atlan­tic cod Gadus mor­hua heart. In: J. Exp. Biol., 205, 2002, 1411 – 1418.
Man­zon, L.A. 2002. The role of pro­lac­tin in fish osmo­re­gu­la­ti­on: a review. In: : Gen. Com­par. Endoc­rin., 125, 2002, 291 – 310.
Mil­li­gan, C.L. 1996. Meta­bo­lic reco­ve­ry from exhaus­ti­ve exer­ci­se in rain­bow trout: Review. In: Comp. Bio­chem. Physiol.,113A, 1996, 51 – 60.
Mor­gan, J.D., Iwa­ma, G.K. 1999. Ener­gy cost of NaCl tran­s­port in iso­la­ted gills of cutth­ro­at trout. In: Am. J. Phy­si­ol., 277, 1999, 631 – 639.
Nils­son, G.E., Perez-​Pinzon, M., Dim­berg, K., Win­berg, S. 1993. Brain sen­si­ti­vi­ty to ano­xia in fish as ref­lec­ted by chan­ges in extra­cel­lu­lar potassium-​ion acti­vi­ty. In: Am. J. Phy­si­ol., 264, 1993, 250 – 253.

Use Facebook to Comment on this Post

Akvaristika, Biológia, Organizmy, Príroda, Ryby, Živočíchy

Malawi Bloat – choroba afrických cichlíd

Hits: 14936

Autor prís­pev­ku – Róbert Toman

Jed­na z hlav­ných prí­čin neús­pe­chov cho­vu Trop­he­usov je ocho­re­nie, kto­ré­mu zvy­čaj­ne pod­ľah­nú všet­ky ryby behom nie­koľ­kých dní. Toto ocho­re­nie je zná­me pod náz­vom Mala­wi blo­at” ale­bo blo­at”, čo zna­me­ná nafúk­nu­tý”. Hoci sa ozna­ču­je ako mala­ws­ké ocho­re­nie, pos­ti­hu­je aj ryby z jaze­ra Vik­tó­ria a naj­mä Tan­ga­ni­ka. Naj­cit­li­vej­šie sú ryby, kto­ré sa živia pre­važ­ne rast­lin­nou potra­vou. Veľ­mi dôle­ži­té je roz­poz­nať prvé prí­zna­ky ocho­re­nia a ihneď zahá­jiť liečbu.

Prí­zna­ky ocho­re­nia sa pre­ja­vu­jú v nie­koľ­kých štádiách:

Ryby vypľú­va­jú potra­vu až úpl­ne pre­stá­va­jú žrať, pre­hý­ba­jú sa v bokoch zo stra­ny na stra­nu, zväč­ší sa im bruš­ná duti­na (nafúk­nu­tie) a z rit­né­ho otvo­ru im vychá­dza­jú ten­ké bie­le výka­ly namies­to nor­mál­nych čierno-​hnedých. V oko­lí rit­né­ho otvo­ru sa môžu vyskyt­núť čer­ve­né škvr­ny až vried­ky. Počas tých­to prí­zna­kov dochá­dza prav­de­po­dob­ne k váž­ne­mu poško­de­niu peče­ne, obli­čiek a ply­no­vé­ho mechúra.

Ryby veľ­mi schud­nú, skrý­va­jú sa, ležia na dne, kolí­šu sa, majú sťa­že­né dýcha­nie, stmav­nú a behom 12 dní hynú.

Prí­či­ny ochorenia

Je dosť prek­va­pu­jú­ce, aké rôz­ne prí­či­ny môžu spô­so­biť toto váž­ne ocho­re­nie a úhyn tých­to nád­her­ných rýb. Naj­čas­tej­šie sa jed­ná o chy­by cho­va­te­ľa a nej­de len o ocho­re­nie, kto­ré by zaprí­či­ni­lo nevhod­né kŕme­nie (napr. živá potra­va). Ide naprí­klad o väč­šie zása­hy do život­né­ho pro­stre­dia rýb v akvá­riu. Dôvo­dov je niekoľko

Stre­so­va­nie rýb

Trop­he­usy sú veľ­mi cit­li­vé na pôso­be­nie rôz­nych stre­so­rov a mno­hí cho­va­te­lia pri­pi­su­jú hlav­ný dôvod vzni­ku toh­to ocho­re­nia prá­ve pôso­be­niu stre­su. Tým sa zni­žu­je odol­nosť rýb voči ocho­re­niam. Ako stre­so­vý fak­tor sa naj­čas­tej­šie uplat­ňu­je pre­voz rýb, zme­na osád­ky akvá­ria (pri­dá­va­nie nových jedin­cov, naj­mä vlast­né­ho dru­hu a for­my), veľ­ká zme­na zaria­de­nia akvá­ria, odchyt rýb v akvá­riu. V pod­sta­te všet­ky ďal­šie fak­to­ry môže­me ozna­čiť za stresory.

Níz­ky počet jedin­cov chov­nej skupiny

Trop­he­usy žijú hie­rar­chic­ky v húfoch a v prí­pa­de malé­ho počtu jedin­cov ale­bo nedos­tat­ku úkry­tov domi­nant­ný jedi­nec (väč­ši­nou samec) napá­da ostat­né ryby svoj­ho dru­hu a formy.

Nespráv­ne kŕmenie

Trop­he­usy sú rast­li­nož­ra­vé ryby, pre­to sa neod­po­rú­ča skr­mo­vať živo­číš­ne biel­ko­vi­ny, naj­mä nie tep­lo­krv­ných živo­čí­chov (mäso). Hlav­nou zlož­kou potra­vy by mali byť kva­lit­né vloč­ko­vé krmi­vá na báze ria­sy (Spi­ru­li­na). Ďalej je mož­né skr­mo­vať rast­lin­né pro­duk­ty, ako je hláv­ko­vý šalát, vare­né ces­to­vi­ny a podob­ne. Ako dopl­nok sa môžu skr­mo­vať aj mra­ze­né cyk­lo­py, prí­pad­ne kva­lit­né patent­ky, žiab­ro­nôž­ky, ale iba dospe­lým rybám, kto­ré sú už odol­nej­šie. S tou­to potra­vou rad­šej opatr­ne, prí­pad­ne neexpe­ri­men­to­vať vôbec. Rast­li­nož­ra­vé ryby majú dlhý trá­via­ci sys­tém, čomu zod­po­ve­dá aj dlh­ší čas spra­co­va­nia potra­vy. Roz­klad nedos­ta­toč­ne strá­ve­nej ale­bo neú­pl­ne vylú­če­nej potra­vy v čre­vách, môže spô­so­biť podráž­de­nie črev­nej ste­ny a stre­so­vať ryby, čím sa záro­veň otvá­ra ces­ta pre inva­zív­ne parazity.

Pre­kr­mo­va­nie

Dôle­ži­té je podá­vať krmi­vo v malých dáv­kach, nie­koľ­ko­krát den­ne, aby nedoš­lo k jed­no­ra­zo­vé­mu pre­kŕ­me­niu rýb. Trop­he­usy sú veľ­mi žra­vé ryby a v prí­pa­de dostat­ku potra­vy sú schop­né sa nažrať do prask­nu­tia”. Ryby sú veľ­mi náchyl­né naj­mä po pre­ne­se­ní do inej nádr­že, napr. po náku­pe. Vte­dy musí byť cho­va­teľ zvlášť opatr­ný a kŕmiť len veľ­mi stried­mo. Čas­tej­ším kŕme­ním v niž­ších dáv­kach sa dá záro­veň eli­mi­no­vať agre­si­vi­ta medzi jedin­ca­mi vlast­né­ho druhu/​formy.

Zlá kva­li­ta vody

Jeden z ďal­ších veľ­mi dôle­ži­tých fak­to­rov je čis­to­ta vody. Nevy­hnut­ná je pra­vi­del­ná výme­na vody v množ­stve oko­lo 30 % obje­mu nádr­že kaž­dý týž­deň, i keď názo­ry na množ­stvo a obdo­bie výme­ny vody sa líšia. Ďalej je to nedos­ta­toč­né okys­li­čo­va­nie vody, čím je vo vode málo kys­lí­ka pre denit­ri­fi­kač­né bak­té­rie a kle­sá kva­li­ta vody (zvý­še­ný obsah dusičnanov).

Pri­dá­va­nie soli

Nie­kto­rí cho­va­te­lia pri­dá­va­jú do vody kuchyn­skú soľ z dôvo­du zvý­še­nia pH k alka­lic­ké­mu. Tým­to spô­so­bom však nedo­chá­dza k zvy­šo­va­niu pH, ale ryby rea­gu­jú nie­ke­dy veľ­mi nega­tív­ne na vyš­ší obsah NaCl.

Pôvod­ca ochorenia

V tom­to bode sa názo­ry akva­ris­tov líšia. Nie­kto­rí uvá­dza­jú, že je to ocho­re­nie bak­te­riál­ne­ho pôvo­du, ďal­ší zase para­zi­tár­ne­ho pôvo­du. S naj­väč­šou prav­de­po­dob­nos­ťou sa jed­ná o pro­to­zo­ál­ne­ho para­zi­ta, kto­rý sa nor­mál­ne nachá­dza v čre­vách zdra­vých rýb a v prí­pa­de osla­be­nia jedin­ca, napr. pôso­be­ním stre­su, dochá­dza k roz­mno­že­niu tých­to orga­niz­mov a blo­ku­jú trá­via­ci sys­tém. Tým vzni­ka­jú prob­lé­my s pri­jí­ma­ním potra­vy. Para­zit sa dostá­va cez ste­nu čre­va do telo­vej duti­ny a dochá­dza k nafúk­nu­tiu” bruš­nej duti­ny. Dis­ku­tu­je sa tiež o nákaz­li­vos­ti tej­to cho­ro­by. Prav­de­po­dob­ne je to nákaz­li­vé ocho­re­nie, pre­to­že neocho­rie len jed­na ryba, ale väč­ši­nou tri a viac. Moh­lo by sa zdať, že sa jed­ná o pôso­be­nie stre­so­ru na všet­ky ryby v akvá­riu, a pre­to dochá­dza k ocho­re­niu všet­kých jedin­cov. Prí­zna­ky sa však nepre­ja­vu­jú u všet­kých naraz, ale postup­ne. Napr. prvý deň pre­sta­ne žrať jed­na ryba, dru­hý deň pre­sta­ne žrať ďal­šia a u prvej sa začnú pre­ja­vo­vať prí­zna­ky poško­de­nia trá­via­ce­ho sys­té­mu (nafúk­nu­tie) a tak ďalej.

Lieč­ba

Lieč­ba je mož­ná iba v prvom štá­diu ocho­re­nia. Čím neskôr sa s lieč­bou začne, tým men­šia je šan­ca na uzdra­ve­nie. Ak sa pre­ja­via prí­zna­ky dru­hé­ho štá­dia ocho­re­nia, je nesko­ro. Väč­ši­nou je potreb­né lie­čiť kom­plet­ne celú nádrž, nepre­lo­vo­vať ryby do zvlášt­nej nádr­že, pre­to­že to ocho­re­nie ešte zhor­ší a ryby hynú. Je však mož­né pou­žiť aj karan­tén­nu nádrž. Na lieč­bu pou­ží­va­jú akva­ris­ti rôz­ne obdo­by anti­bi­oti­ka Met­ro­ni­da­zol (Enti­zol, Emtyl, Fla­gyl, Met­ryl, Pro­tos­tat, Sat­ric, Neo-​Tric), kto­rý sa pou­ží­va v humán­nej medi­cí­ne pri gyne­ko­lo­gic­kých prob­lé­moch, prí­pad­ne ďal­šie dru­hy antibiotík.

Lieč­ba Metronidazolom

Ak sa vyskyt­nú prí­zna­ky 1.štádia ocho­re­nia, vyme­ní sa 30 % vody, aby sa zlep­ši­la kva­li­ta vody, zvý­ši sa vzdu­cho­va­nie a zno­va sa vyme­ní asi 50 % vody. Odpo­rú­ča sa odstrá­niť všet­ky bio­lo­gic­ké fil­tre, pre­to­že lie­či­vá väč­ši­nou zabí­ja­jú denit­ri­fi­kač­né bak­té­rie. Počas lieč­by sa neza­pí­na osvet­le­nie. Je vhod­né postup­ne zvý­šiť tep­lo­tu na 28 – 30 °C, ale záro­veň aj sil­no vzdu­cho­vať. Zvý­še­ním tep­lo­ty sa zrých­li meta­bo­liz­mus rýb a pod­po­rí ich imu­nit­ný sys­tém. Záro­veň sa zrých­ľu­je život­ný cyk­lus pôvod­cu ocho­re­nia. Met­ro­ni­da­zol sa potom apli­ku­je v dáv­ke 100 mg na 38 l vody. Dáv­ka sa opa­ku­je v prí­pa­de potre­by kaž­dé dva dni až kým ryby nezač­nú pri­jí­mať potra­vu. Ak ryby pre­ži­jú, uzdra­via sa behom týždňa.
Lie­či­vo je mož­né podá­vať aj v potra­ve v prí­pa­de pri obja­ve­ní sa prí­zna­kov ocho­re­nia, ale ešte v čase, keď ryby pri­jí­ma­jú potra­vu. Vte­dy sa dáv­ka lie­či­va roz­pus­tí v lyžič­ke vody z akvá­ria a k tomu sa pri­da­jú gra­nu­le ale­bo vloč­ky, necha­jú sa nasiak­nuť roz­to­kom lie­či­va a krmi­vo sa potom vlo­ží do akvá­ria. Po lieč­be sa vyme­ní 50 % vody.

Lieč­ba ďal­ší­mi antibiotikami

Oxy­tet­ra­cyk­lín hyd­ro­ch­lo­rid – pou­ží­va sa dáv­ka 30 mg (pri veľ­mi tvr­dej vode až 50 mg) na liter vody počas 3 dní. Na 3. deň sa vyme­ní 3050 % vody a lieč­ba sa opa­ku­je. Toto lie­či­vo je zvlášť cit­li­vé na svet­lo, pre­to sa musí dodr­žať spô­sob lieč­by bez osvetlenia.

Mino­cyk­lín – pou­ží­va sa v dáv­ke 7 mg na liter vody počas 2 dní, potom sa vyme­ní 100 % vody a zno­va sa lieč­ba opa­ku­je. Ak sa pou­ží­va viac ako dve dáv­ky, väč­ši­nou je smr­teľ­ný. Pre­to sa pou­ží­va len v prí­pa­de kraj­nej núdze.


Aut­hor of the post – Róbert Toman

One of the main rea­sons for fai­lu­res in kee­ping Trop­he­us is a dise­a­se to which all fish usu­al­ly suc­cumb wit­hin a few days. This dise­a­se is kno­wn as Mala­wi blo­at” or sim­ply blo­at,” mea­ning swol­len.” Alt­hough it is refer­red to as Mala­wi dise­a­se, it also affects fish from Lake Vic­to­ria and espe­cial­ly Lake Tan­ga­ny­i­ka. The most sen­si­ti­ve are fish that pri­ma­ri­ly feed on plant-​based food. It is cru­cial to recog­ni­ze the first symp­toms of the dise­a­se and start tre­at­ment immediately.

The symp­toms of the dise­a­se mani­fest in seve­ral stages:

  • Fish spit out food and even­tu­al­ly stop eating altogether.
  • They bend in the sides, enlar­ge the­ir abdo­mi­nal cavi­ty (swel­ling), and thin whi­te feces come out of the anal ope­ning ins­te­ad of nor­mal brown-​black ones.
  • Red spots or ulcers may appe­ar around the anal opening.
  • During the­se symp­toms, the­re is like­ly seve­re dama­ge to the liver, kid­ne­ys, and swim bladder.

Fish lose a lot of weight, hide, lie at the bot­tom, sway, have dif­fi­cul­ty bre­at­hing, dar­ken, and die wit­hin 1 – 2 days.

Cau­ses of the disease:

It is quite sur­pri­sing how vari­ous cau­ses can lead to this seve­re ill­ness and the death of the­se beau­ti­ful fish. Most com­mon­ly, it is due to mis­ta­kes made by the kee­per, and it’s not just about dise­a­se cau­sed by inapp­rop­ria­te fee­ding (e.g., live food). It inc­lu­des more sig­ni­fi­cant inter­ven­ti­ons in the fis­h’s envi­ron­ment in the aqu­arium. The­re are seve­ral reasons:

  • Stres­sing the fish: Trop­he­us are very sen­si­ti­ve to vari­ous stres­sors, and many kee­pers att­ri­bu­te the main rea­son for the onset of this dise­a­se to stress. This redu­ces the fis­h’s resis­tan­ce to dise­a­ses. The most com­mon stress fac­tor is fish tran­s­port, chan­ges in the aqu­arium popu­la­ti­on (adding new indi­vi­du­als, espe­cial­ly of the same spe­cies and form), sig­ni­fi­cant chan­ges in the aqu­arium setup, and cat­ching fish in the aqu­arium. Essen­tial­ly, all other fac­tors can be con­si­de­red stressors.
  • Low num­ber of indi­vi­du­als in the bre­e­ding group: Trop­he­us live hie­rar­chi­cal­ly in groups, and in the case of a small num­ber of indi­vi­du­als or a lack of hiding pla­ces, the domi­nant indi­vi­du­al (usu­al­ly a male) attacks other fish of the same spe­cies and form.
  • Incor­rect fee­ding: Trop­he­us are her­bi­vo­rous fish, so fee­ding them ani­mal pro­te­ins, espe­cial­ly non-​warm-​blooded ani­mals (meat), is not recom­men­ded. The main com­po­nent of the­ir diet should be high-​quality fla­ke food based on algae (Spi­ru­li­na). They can also be fed plant pro­ducts such as let­tu­ce, cooked pas­ta, and the like. As a supp­le­ment, they can be fed fro­zen cyc­lops or high-​quality pel­lets, shrimp, and bri­ne shrimp, but only to adult fish that are more resis­tant. Be cau­ti­ous with this food, or bet­ter yet, don’t expe­ri­ment at all. Her­bi­vo­rous fish have a long diges­ti­ve sys­tem, cor­res­pon­ding to the lon­ger time needed for food pro­ces­sing. Decom­po­si­ti­on of poor­ly diges­ted or incom­ple­te­ly exc­re­ted food in the intes­ti­nes can cau­se irri­ta­ti­on of the intes­ti­nal wall and stress the fish, ope­ning the way for inva­si­ve parasites.
  • Over­fe­e­ding: It is essen­tial to feed in small por­ti­ons seve­ral times a day to avo­id over­fe­e­ding the fish at once. Trop­he­us are very vora­ci­ous fish, and with enough food, they can gor­ge them­sel­ves to burs­ting.” Fish, espe­cial­ly after being trans­fer­red to anot­her tank, for exam­ple, after pur­cha­se, are par­ti­cu­lar­ly sus­cep­tib­le. At that time, the kee­per must be extra cau­ti­ous and feed very mode­ra­te­ly. Fee­ding more fre­qu­en­tly in smal­ler por­ti­ons can also eli­mi­na­te agg­res­si­on bet­we­en indi­vi­du­als of the same species/​form.
  • Poor water quali­ty: Anot­her cru­cial fac­tor is water cle­an­li­ness. Regu­lar water chan­ges of around 30% of the tank volu­me eve­ry week are neces­sa­ry, alt­hough opi­ni­ons on the amount and timing of water chan­ges vary. Insuf­fi­cient oxy­ge­na­ti­on of the water, lea­ding to low oxy­gen levels for denit­ri­fy­ing bac­te­ria, also con­tri­bu­tes to poor water quali­ty (inc­re­a­sed nit­ra­te content).
  • Adding salt: Some kee­pers add tab­le salt to the water to inc­re­a­se the pH to alka­li­ne levels. Howe­ver, this does not actu­al­ly rai­se the pH, and fish some­ti­mes react very nega­ti­ve­ly to hig­her NaCl content.

Dise­a­se Agent

At this point, the opi­ni­ons of hob­by­ists dif­fer. Some sta­te that it is a dise­a­se of bac­te­rial ori­gin, whi­le others claim it is of para­si­tic ori­gin. Most like­ly, it is a pro­to­zo­al para­si­te that nor­mal­ly resi­des in the intes­ti­nes of healt­hy fish. When the indi­vi­du­al is wea­ke­ned, for exam­ple, due to stress, the­se orga­nisms mul­tip­ly, bloc­king the diges­ti­ve sys­tem. This leads to prob­lems with food inta­ke. The para­si­te enters the body cavi­ty through the intes­ti­nal wall, cau­sing swel­ling” of the abdo­mi­nal cavi­ty. The­re is also dis­cus­si­on about the con­ta­gi­ous­ness of this dise­a­se. It is like­ly a con­ta­gi­ous dise­a­se becau­se not only one fish gets sick but usu­al­ly three or more. It might seem that it is the effect of stress on all fish in the aqu­arium, lea­ding to the ill­ness of all indi­vi­du­als. Howe­ver, the symp­toms do not mani­fest in all at once but gra­du­al­ly. For exam­ple, on the first day, one fish stops eating, on the second day, anot­her stops, and the first one begins to show symp­toms of diges­ti­ve sys­tem dama­ge (swel­ling), and so on.

Tre­at­ment

Tre­at­ment is possib­le only in the first sta­ge of the dise­a­se. The later tre­at­ment begins, the smal­ler the chan­ce of reco­ve­ry. If symp­toms of the second sta­ge of the dise­a­se appe­ar, it is too late. It is usu­al­ly neces­sa­ry to tre­at the enti­re tank com­ple­te­ly; moving fish to a sepa­ra­te tank wor­sens the dise­a­se, and the fish die. Howe­ver, it is possib­le to use a quaran­ti­ne tank. For tre­at­ment, hob­by­ists use vari­ous peri­ods of the anti­bi­otic Met­ro­ni­da­zo­le (Enti­zol, Emtyl, Fla­gyl, Met­ryl, Pro­tos­tat, Sat­ric, Neo-​Tric), which is used in human medi­ci­ne for gyne­co­lo­gi­cal prob­lems, or other antibiotics.

Met­ro­ni­da­zo­le Treatment

If symp­toms of the first sta­ge of the dise­a­se appe­ar, 30% of the water is chan­ged to impro­ve water quali­ty, aera­ti­on is inc­re­a­sed, and about 50% of the water is chan­ged again. It is recom­men­ded to remo­ve all bio­lo­gi­cal fil­ters becau­se medi­ca­ti­ons usu­al­ly kill denit­ri­fy­ing bac­te­ria. During tre­at­ment, ligh­ting is tur­ned off. It is advi­sab­le to gra­du­al­ly rai­se the tem­pe­ra­tu­re to 28 – 30 °C whi­le stron­gly aera­ting. Inc­re­a­sing the tem­pe­ra­tu­re acce­le­ra­tes fish meta­bo­lism and boosts the­ir immu­ne sys­tem. At the same time, the life cyc­le of the dise­a­se agent is acce­le­ra­ted. Met­ro­ni­da­zo­le is then app­lied at a dose of 100 mg per 38 liters of water. The dose is repe­a­ted eve­ry two days as needed until the fish start eating. If the fish sur­vi­ve, they will reco­ver wit­hin a week. The medi­ca­ti­on can also be admi­nis­te­red in food if symp­toms appe­ar during a time when the fish are still eating. The medi­ca­ti­on dose is dis­sol­ved in a spo­on­ful of aqu­arium water, and pel­lets or fla­kes are added, allo­wed to soak in the medi­ca­ti­on solu­ti­on, and then pla­ced in the aqu­arium. After tre­at­ment, 50% of the water is changed.

Tre­at­ment with other antibiotics:

  • Oxy­tet­ra­cyc­li­ne hyd­ro­ch­lo­ri­de: A dose of 30 mg (up to 50 mg in very hard water) per liter of water is used for 3 days. On the 3rd day, 30 – 50% of the water is chan­ged, and the tre­at­ment is repe­a­ted. This medi­ca­ti­on is espe­cial­ly sen­si­ti­ve to light, so the tre­at­ment met­hod wit­hout light must be followed
  • Mino­cyc­li­ne: A dose of 7 mg per liter of water is used for 2 days, then 100% of the water is chan­ged, and the tre­at­ment is repe­a­ted. If used more than twi­ce, it is usu­al­ly fatal. The­re­fo­re, it is used only in cases of extre­me necessity.

Autor des Beit­rags – Róbert Toman

Eine der Haup­tur­sa­chen für Mis­ser­fol­ge bei der Hal­tung von Trop­he­us ist eine Kran­khe­it, der nor­ma­ler­we­i­se alle Fis­che inner­halb weni­ger Tage zum Opfer fal­len. Die­se Kran­khe­it ist als Malawi-​Bloat” oder ein­fach Blo­at” bekannt, was gesch­wol­len” bede­utet. Obwohl es als Malawi-​Krankheit bez­e­ich­net wird, bet­rifft es auch Fis­che aus dem Vik­to­ria­see und ins­be­son­de­re dem Tan­gan­ji­ka­see. Am anfäl­ligs­ten sind Fis­che, die sich haupt­säch­lich von pflanz­li­cher Nahrung ernäh­ren. Es ist ents­che­i­dend, die ers­ten Symp­to­me der Kran­khe­it zu erken­nen und sofort mit der Behand­lung zu beginnen.

Die Symp­to­me der Kran­khe­it zei­gen sich in meh­re­ren Stadien:

1. Die Fis­che spuc­ken Fut­ter aus und hören sch­lie­ßlich ganz auf zu fressen.
2. Sie beugen sich an den Sei­ten, ver­größern ihre Bauch­höh­le (Sch­wel­lung), und ans­tel­le von nor­ma­len braun-​schwarzen tre­ten dün­ne wei­ße Fäka­lien aus der Afte­röff­nung aus.
3. Rote Flec­ken oder Gesch­würe kön­nen um die Afte­röff­nung herum auftreten.
4. Wäh­rend die­ser Symp­to­me kommt es wahrs­che­in­lich zu sch­we­ren Schä­den an Leber, Nie­ren und Schwimmblase.

Die Fis­che ver­lie­ren viel Gewicht, vers­tec­ken sich, lie­gen am Boden, schau­keln, haben Sch­wie­rig­ke­i­ten beim Atmen, ver­dun­keln sich und ster­ben inner­halb von 1 – 2 Tagen.

Ursa­chen der Krankheit:

Es ist über­ras­chend, wie vers­chie­de­ne Ursa­chen zu die­ser sch­we­ren Kran­khe­it und dem Tod die­ser schönen Fis­che füh­ren kön­nen. Am häu­figs­ten liegt es an Feh­lern des Hal­ters, und es geht nicht nur um Kran­khe­i­ten, die durch unge­e­ig­ne­tes Füt­tern (z. B. Lebend­fut­ter) verur­sacht wer­den. Es han­delt sich um größe­re Ein­grif­fe in die Umge­bung der Fis­che im Aqu­arium. Es gibt meh­re­re Gründe:

1. Stress für die Fische:
– Trop­he­us sind sehr emp­find­lich gege­nüber vers­chie­de­nen Stress­fak­to­ren, und vie­le Hal­ter füh­ren den Hauptg­rund für das Auft­re­ten die­ser Kran­khe­it auf Stress zurück. Dies ver­rin­gert die Widers­tands­fä­hig­ke­it der Fis­che gege­nüber Kran­khe­i­ten. Der häu­figs­te Stress­fak­tor ist der Fisch­tran­s­port, Verän­de­run­gen in der Aqu­arium­be­völ­ke­rung (Hin­zu­fügen neuer Indi­vi­du­en, ins­be­son­de­re der­sel­ben Art und Form), sig­ni­fi­kan­te Verän­de­run­gen in der Aqu­ariu­me­in­rich­tung und das Fan­gen von Fis­chen im Aqu­arium. Grund­sätz­lich kön­nen alle ande­ren Fak­to­ren als Stres­so­ren bez­e­ich­net werden.

2. Gerin­ge Anzahl von Indi­vi­du­en in der Zuchtgruppe:
– Trop­he­us leben hie­rar­chisch in Grup­pen, und bei einer gerin­gen Anzahl von Indi­vi­du­en oder einem Man­gel an Vers­teck­mög­lich­ke­i­ten gre­ift das domi­nan­te Indi­vi­du­um (meist ein Männ­chen) ande­re Fis­che der­sel­ben Art und Form an.

3. Fals­che Fütterung:
– Trop­he­us sind pflan­zen­fres­sen­de Fis­che, daher wird davon abge­ra­ten, ihnen tie­ris­che Pro­te­i­ne zu füt­tern, ins­be­son­de­re von nicht warm­blüti­gen Tie­ren (Fle­isch). Die Haupt­kom­po­nen­te ihrer Ernäh­rung soll­te hoch­wer­ti­ges Floc­ken­fut­ter auf Algen­ba­sis (Spi­ru­li­na) sein. Sie kön­nen auch pflanz­li­che Pro­duk­te wie Kopf­sa­lat, gekoch­te Pas­ta und derg­le­i­chen füt­tern. Als Ergän­zung kön­nen gef­ro­re­ne Cyc­lops oder hoch­wer­ti­ge Pel­lets, Gar­ne­len und Arte­mia gefüt­tert wer­den, jedoch nur an erwach­se­ne Fis­che, die widers­tands­fä­hi­ger sind. Seien Sie vor­sich­tig mit die­ser Nahrung oder bes­ser noch, expe­ri­men­tie­ren Sie über­haupt nicht. Pflan­zen­fres­sen­de Fis­che haben ein lan­ges Ver­dau­ungs­sys­tem, was der län­ge­ren Zeit zur Nahrungs­ve­rar­be­i­tung ents­pricht. Der Abbau sch­lecht ver­dau­ter oder unvolls­tän­dig aus­ges­chie­de­ner Nahrung im Darm kann die Dar­mwand rei­zen und die Fis­che stres­sen, was den Weg für inva­si­ve Para­si­ten öffnet.

4. Über­füt­te­rung:
– Es ist wich­tig, in kle­i­nen Por­ti­onen mehr­mals täg­lich zu füt­tern, um eine Über­füt­te­rung der Fis­che zu ver­me­i­den. Trop­he­us sind sehr gef­rä­ßi­ge Fis­che und kön­nen sich bei aus­re­i­chend Fut­ter bis zum Plat­zen” volls­top­fen. Fis­che sind beson­ders nach dem Trans­fer in ein ande­res Bec­ken, zum Beis­piel nach dem Kauf, anfäl­lig. Zu die­sem Zeit­punkt muss der Hal­ter beson­ders vor­sich­tig sein und sehr mäßig füt­tern. Häu­fi­ge­res Füt­tern in kle­i­ne­ren Por­ti­onen kann auch die Agg­res­si­on zwis­chen Indi­vi­du­en der­sel­ben Art/​Form eliminieren.

5. Sch­lech­te Wasserqualität:
– Ein wei­te­rer ents­che­i­den­der Fak­tor ist die Sau­ber­ke­it des Was­sers. Regel­mä­ßi­ge Was­ser­wech­sel von etwa 30% des Bec­ken­vo­lu­mens pro Woche sind not­wen­dig, obwohl sich die Mei­nun­gen über die Men­ge und den Zeit­punkt der Was­ser­wech­sel unters­che­i­den. Unzu­re­i­chen­de Sau­ers­toff­ver­sor­gung des Was­sers, was zu nied­ri­gen Sau­ers­tof­fwer­ten für denit­ri­fi­zie­ren­de Bak­te­rien führt, trägt eben­falls zu sch­lech­ter Was­se­rqu­ali­tät bei (erhöh­ter Nitratgehalt).

6. Zuga­be von Salz:
– Eini­ge Hal­ter fügen dem Was­ser Spe­i­se­salz hin­zu, um den pH-​Wert auf alka­lis­che Wer­te zu erhöhen. Dies erhöht den pH-​Wert jedoch tat­säch­lich nicht, und Fis­che rea­gie­ren manch­mal sehr nega­tiv auf einen höhe­ren NaCl-Gehalt.

Kran­khe­it­ser­re­ger:

An die­sem Punkt unters­che­i­den sich die Mei­nun­gen der Hob­by­is­ten. Eini­ge geben an, dass es eine Kran­khe­it bak­te­riel­len Urs­prungs ist, wäh­rend ande­re behaup­ten, dass es sich um eine para­si­tä­re Ursa­che han­delt. Wahrs­che­in­lich han­delt es sich um einen pro­to­zo­alen Para­si­ten, der nor­ma­ler­we­i­se im Darm gesun­der Fis­che vor­kommt. Wenn das Indi­vi­du­um gesch­wächt ist, beis­piel­swe­i­se durch Stress, ver­meh­ren sich die­se Orga­nis­men und bloc­kie­ren das Ver­dau­ungs­sys­tem. Dies führt zu Prob­le­men bei der Nahrung­sauf­nah­me. Der Para­sit gelangt durch die Dar­mwand in die Kör­per­höh­le und verur­sacht eine Sch­wel­lung” der Bauch­höh­le. Es wird auch über die

Ans­tec­kung die­ser Kran­khe­it dis­ku­tiert. Es ist wahrs­che­in­lich eine ans­tec­ken­de Kran­khe­it, da nicht nur ein Fisch erk­rankt, son­dern in der Regel drei oder mehr. Es könn­te sche­i­nen, dass es sich um die Wir­kung eines Stres­ses auf alle Fis­che im Aqu­arium han­delt, und des­halb erk­ran­ken alle Indi­vi­du­en. Die Symp­to­me tre­ten jedoch nicht gle­i­ch­ze­i­tig auf, son­dern all­mäh­lich. Zum Beis­piel hört ein Fisch am ers­ten Tag auf zu fres­sen, am zwe­i­ten Tag hört ein ande­rer auf zu fres­sen, und bei ers­te­rem zei­gen sich Symp­to­me einer Schä­di­gung des Ver­dau­ungs­sys­tems (Sch­wel­lung) und so weiter.

Behand­lung:

Die Behand­lung ist nur im ers­ten Sta­dium der Kran­khe­it mög­lich. Je spä­ter die Behand­lung beginnt, des­to gerin­ger sind die Chan­cen auf Hei­lung. Wenn die Symp­to­me des zwe­i­ten Sta­diums der Kran­khe­it auft­re­ten, ist es zu spät. Nor­ma­ler­we­i­se muss das gesam­te Bec­ken behan­delt wer­den, Fis­che soll­ten nicht in ein sepa­ra­tes Bec­ken über­fü­hrt wer­den, da dies die Kran­khe­it versch­lim­mern wür­de und die Fis­che ster­ben wür­den. Es ist jedoch mög­lich, ein Quaran­tä­ne­bec­ken zu ver­wen­den. Aqu­aria­ner ver­wen­den vers­chie­de­ne For­men des Anti­bi­oti­kums Met­ro­ni­da­zol (Enti­zol, Emtyl, Fla­gyl, Met­ryl, Pro­tos­tat, Sat­ric, Neo-​Tric) zur Behand­lung. Die­ses Anti­bi­oti­kum wird auch in der huma­nen Medi­zin bei gynä­ko­lo­gis­chen Prob­le­men ein­ge­setzt oder ande­re Arten von Antibiotika.

Behand­lung mit Metronidazol:

Wenn die Symp­to­me des ers­ten Sta­diums der Kran­khe­it auft­re­ten, wird etwa 30% des Was­sers aus­ge­tauscht, um die Was­se­rqu­ali­tät zu ver­bes­sern. Die Belüf­tung wird erhöht, und etwa 50% des Was­sers wer­den erne­ut aus­ge­tauscht. Es wird emp­foh­len, alle bio­lo­gis­chen Fil­ter zu ent­fer­nen, da die Medi­ka­men­te nor­ma­ler­we­i­se die denit­ri­fi­zie­ren­den Bak­te­rien abtöten. Wäh­rend der Behand­lung wird das Licht nicht ein­ges­chal­tet. Es ist rat­sam, die Tem­pe­ra­tur all­mäh­lich auf 28 – 30 °C zu erhöhen und gle­i­ch­ze­i­tig kräf­tig zu belüf­ten. Durch die Erhöhung der Tem­pe­ra­tur wird der Stof­fwech­sel der Fis­che besch­le­unigt, ihr Immun­sys­tem wird unters­tützt, und der Lebens­zyk­lus des Kran­khe­it­ser­re­gers wird besch­le­unigt. Met­ro­ni­da­zol wird dann in einer Dosie­rung von 100 mg pro 38 Liter Was­ser ange­wen­det. Die Dosis wird bei Bedarf alle zwei Tage wie­der­holt, bis die Fis­che wie­der Fut­ter auf­neh­men. Wenn die Fis­che über­le­ben, wer­den sie inner­halb einer Woche gesund.

Das Medi­ka­ment kann auch bei Auft­re­ten von Kran­khe­its­symp­to­men in der Zeit, in der die Fis­che Fut­ter auf­neh­men, in die Nahrung gege­ben wer­den. In die­sem Fall wird die Medi­ka­men­ten­do­sis in einem Tee­löf­fel Aqu­arien­was­ser auf­ge­löst, und dann wer­den Gra­nu­la­te oder Floc­ken hin­zu­ge­fügt. Das Fut­ter wird in der Lösung ein­ge­we­icht und dann in das Aqu­arium gege­ben. Nach der Behand­lung wird etwa 50% des Was­sers ausgetauscht.

Behand­lung mit ande­ren Antibiotika:

1. Oxy­tet­ra­cyc­lin­hyd­roch­lo­rid:
– Eine Dosis von 30 mg (in sehr har­tem Was­ser bis zu 50 mg) pro Liter Was­ser wird für 3 Tage ver­wen­det. Am 3. Tag wer­den 30 – 50% des Was­sers aus­ge­tauscht, und die Behand­lung wird wie­der­holt. Die­ses Medi­ka­ment ist beson­ders lich­temp­find­lich, daher muss die licht­lo­se Behand­lungs­met­ho­de befolgt werden.

2. Mino­cyc­lin:
– Eine Dosis von 7 mg pro Liter Was­ser wird für 2 Tage ver­wen­det, dann wer­den 100% des Was­sers aus­ge­tauscht, und die Behand­lung wird wie­der­holt. Wenn es mehr als zwe­i­mal ver­wen­det wird, ist es nor­ma­ler­we­i­se töd­lich. Daher wird es nur in extre­men Not­fäl­len verwendet.


Odka­zy

Use Facebook to Comment on this Post