Akvaristika, Výstavy rýb

Výstavy v Banskej Bystrici – v bašte slovenskej akvaristiky

Hits: 11029

EXOTIC Show 2008

ME Guppy páry, súťaž bojovníc 2008

16.-20.5.2008 sa v Banskej Bystrici, na Dolnej ulici 25, konalo 2. kolo ME Guppy-páry a medzinárodná súťaž bojovníc Betta splendens, som sa aktívne sám zúčastnil, pretože som posudzoval gupky spolu s Januszom Oziomekom (PTAT), Boguslavom Micinskym (KPR), Vladimírom Protivom (IRIS) a Jaroslavom Balejom (ČKG). Ja som zastupoval náš (KAS). Vedúci výstavy bol Marián Stieranka, medzinárodným pozorovateľom bol Ivan Vyslúžil. Klasifikovalo sa 148 kolekcií zo štyroch českých klubov: AKV, ČKG, ČSCH a IRIS, z jedného talianskeho: AIG, z troch poľských: KPR, MOL a PTAT, dvoch slovenských: KAS a SZCH. 8 kolekcií bolo od neorganizovaných chovateľov.

Medzinárodná výstava bojovníc

Vedúcim výstavy bol Marián Stieranka. Posudzoval Vladimír Hulman (CZ, ČSCH), Alfred Górny (PL/PTAT) a Ján Budai (SK/SZCH). Klasifikovalo sa 99 kolekcií z jedného českého klubu: ČSCH, z jedného poľského: PTAT a dvoch slovenských: KAS a SZCH. Dve kolekcie boli od neorganizovaného chovateľa. K súťaži bojovníc mám jednu negatívnu poznámku – použité čierne pozadie v súťaži bojovníc bolo nešťastným riešením – boli slabšie vidieť. Súčasťou celej akcie EXOTIK Show bol aj predaj rýb, vodných rastlín, akvaristického a iného chovateľského tovaru, kvetov. Výstavu dotvárali pekne osadené okrasné a , ktoré pochádzali z našej na Akvaristickej jari 2008. Medzi okrasnými nádržami bolo jedno morské akvárium.


EXOTIC Show 2008

From May 16 to May 20, 2008, the 2nd round of the Guppy Pairs European Championship and the international competition of Betta splendens took place in , at Dolná Street 25. I actively participated in the exhibition because I judged guppies along with Janusz Oziomek (PTAT), Boguslaw Micinsky (KPR), Vladimír Protiva (IRIS), and Jaroslav Balej (ČKG). I represented our club, akva.sk (KAS). The exhibition was led by Marián Stieranka, with international observer Ivan Vyslúžil. A total of 148 collections were classified from four Czech clubs: AKV, ČKG, ČSCH, and IRIS, from one Italian club: AIG, from three Polish clubs: KPR, MOL, and PTAT, from two Slovak clubs: KAS and SZCH. Additionally, eight collections were from unaffiliated breeders.

International Betta Splendens Show

The exhibition was led by Marián Stieranka. Judging was done by Vladimír Hulman (CZ, ČSCH), Alfred Górny (PL/PTAT), and Ján Budai (SK/SZCH). A total of 99 collections were classified from one Czech club: ČSCH, from one Polish club: PTAT, and from two Slovak clubs: KAS and SZCH. Two collections were from unaffiliated breeders. One negative note about the Betta splendens competition was the unfortunate use of black background, making it difficult to see the fish clearly. The EXOTIC Show also included the sale of fish, aquatic plants, aquaristic and other breeding supplies, flowers, and decorative aquariums and photographs, including entries from our competition during the Aquaristic Spring 2008. Among the decorative tanks, there was also one marine aquarium.


Výsledky


Dlhoplutvé (podľa chovateľov)
1. Boguslaw Micinski (PL/KPR) 2-1-11 155.67
2. Vávlav Štafl (CZ/AKV) 2-1-8/11 150.33
3. Ing. Ivan Krouský (CZ/AKV) 2-1-10/4 149.00
4. Filip Micinski (PL/KPR) 2-3-1 148.67
5.-7. Alexander Piorek (PL/PTAT) 2-3-1 148.33
5.-7. Jan Gawlowic (PL/KPR) 2-3-1 148.33
5.-7. Krzysztof Kujawa (PL/MOL) 2-1-10/2 148.33
8. Branislav Barčin (SK/KAS) 2-3-1 148.00
9. Ján Budai (SK/SZCH) 2-1-9 147.67
10. Václav Kříž (CZ/IRIS) 2-1-8/11 147.33

Mečíkaté gupky (podľa chovateľov)
1. Václav Štafl (CZ/AKV) 5-1-18 150.67
2. Vladimír Sládek (CZ/IRIS) 6-3-11 148.00
3. Richard Tokušev (SK/SZCH) 5-1-9 145.00
4. Norbert Ivanič (SK/SZCH) 5-1-9 145.00
5. Václav Kříž (CZ/IRIS) 5-1-11 143,67
6. (SK/KAS) 5-1-9 143.33
7.-8. Ján Budai (SK/SZCH) 5-1-17 139.00
7.-8. Pindeš & Tokušev (SK/SZCH) 7-1-18 139.00
9. Jozef Felt (CZ/IRIS) 5-1-9 138.33
10. Branislav Barčin (SK/KAS) 7-1-18 136.67

Krátkoplutvé gupky (podľa chovateľov)
1. Janusz Oziomek (PT/PTAT) 11-3-11 148.00
2. JUDr. Vladimír Protiva (CZ/IRIS) 9-1-11 147.00
3. Pindeš & Tokušev (SK/SZCH) 11-1-11 145.00
4. Lukáš Jakubec (SK/SZCH) 11-1-11 144.00
5. Vladimír Sládek (CZ/IRIS) 11-3-1 142.33
6.-7. Štefan Tóth (SK/SZCH) 11-3-1 141.33
6.-7. Branislav Barčin (SK/KAS) 11-1-11 141.33
8. Diego Montanari (I/AIG) 9-1-9 141.00
9. Ivan Barla (SK/SZCH) 11-1-11 140.67
10. Ing. Marián Stieranka (SK/SZCH) 11-1-11 140.00

Bojovnice (podľa chovateľov)
1. Alfred Górny (PL/PTAT) R-M-mramorová 78.00
2. Jozef Lipinski (PT/PTAT) F-G-červená 76.00
3. Richard Tokušev (SK/SZCH) F-G-modrá 75.00
4.-6. Fodor (SK/SZCH) F-G-modrá 74.00
4.-6. Katarzyna Oziomek (PL/PTAT) F-G-červená 74.00
4.-6. Maria Górny (PL/PTAT) R-M-butterfly 74.00
8.-9. Peter Bulla (SK/SZCH) F-G-červená 73.00
8.-9. Ján Budai (SK/SZCH) F-G-červená 73.00
10.-14. Anna Oziomek (PL/PTAT) R-G-modrá 72.00
10.-14. Ing. Róbert Mateides (SK/SZCH) F-G-modrá 72.00
10.-14. Ján Slobodník (SK/SZCH) F-G-červená 72.00
10.-14. Milan Vetrák (SK/SZCH) F-G-modrá 72.00
10.-14. Pawel Oziomek (PL/PTAT) R-G-červená 72.00
10.-14. Janusz Ozomek (PL/PTAT) R-G-čierna 72.00
 

ME Guppy 2005

7. kolo ME chovateľov gupiek zorganizoval Klub živorodých rýb v Banskej Bystrici v dňoch 16. – 21.10.2005 na Dolnej 25 v Banskej Bystrici. Súťaže sa zúčastnil aj Klaus Prohl, Milan Sládek, František Brunclík, Ivan Vyslúžil, Milan Vetrák, Branislav Barčin, Kazimierz Mendrek ako posudzovatelia, vystavovatelia či pozorovatelia.

Richard Tokušev ponúkal akvaristické produkty, medzi iným aj chovateľov. Výsledky slávnostne vyhlásil Marián Stieranka ako riaditeľ výstavy. Richard Tokušev neobišiel naprázdno – 2. miesto v kategórií krátkoplutvé. Max Kahrer sám posudzoval, vystavoval aj vyhrával a preberal ceny neprítomných kolegov. Trofejí sa nazbieralo, neinšpiruje vás to, páni akvaristi? Gerhard Ostrzil, Vladimír Jakubec, Boguslav Micinski boli tiež prítomní. Max Kahrer sa nám napokon všetkým prihovoril, a poďakoval sa klubu v Banskej Bystrici, ktorý výstavu zorganizoval.


ME Guppy 2005

The 7th round of the Guppy Breeders European Championship was organized by the Livebearer Fish Club in Banská Bystrica from October 16 to October 21, 2005, at Dolná 25 in Banská Bystrica. Participants and attendees included Klaus Prohl, Milan Sládek, František Brunclík, Ivan Vyslúžil, Milan Vetrák, Branislav Barčin, and Kazimierz Mendrek, who served as judges, exhibitors, or observers.

Richard Tokušev offered aquarium products, including plants from breeders. The results were ceremoniously announced by Marián Stieranka, the exhibition director. Richard Tokušev didn’t leave empty-handed, securing the 2nd place in the short-finned category. Max Kahrer judged, exhibited, won, and accepted awards on behalf of absent colleagues. Many trophies were collected—doesn’t that inspire you, gentlemen aquarists? Gerhard Ostrzil, Vladimír Jakubec, and Boguslav Micinski were also present. Max Kahrer finally addressed all of us, expressing gratitude to the club in Banská Bystrica that organized the exhibition.




Akvaristika

Kyslík v živote rýb – pozitíva i negatíva

Hits: 13955

Autor príspevku: Róbert Toman

Pozitívne pôsobenie kyslíka na živé organizmy je všeobecne známe. potrebujú k svojmu životu kyslík rovnako ako suchozemské , hoci spôsob ich dýchania je úplne odlišný. Keďže nemajú pľúca, kyslík musí prenikať z do krvi priamo cez tkanivá, ktoré sú v priamom kontakte s vodou, teda cez žiabre. Kyslík, ktorý má difundovať do krvi cez žiabre musí byť samozrejme rozpustený, pretože ryby nemajú schopnosť prijímať kyslík vo forme bubliniek. Odchyt rýb, transport a ich v zajatí má vážne metabolické nároky v mozgu, svaloch, srdci, žiabrach a ďalších tkanivách. Všeobecne ich nazývame stres, ale fyziologická situácia je omnoho komplikovanejšia. Stres spojený s odchytom a vypustením rýb do iného prostredia môže prispieť k úmrtnosti rýb. Pochopenie energetického metabolizmu rýb a faktorov, ktoré ho ovplyvňujú sú dôležité pre správne zaobchádzanie s rybami ich ošetrenie po odchyte. Pred zhodnotením rizík, ktoré súvisia s kyslíkom vo vode a pre ich pochopenie si priblížme aspoň v krátkosti fyziologické pochody spojené s funkciou kyslíka v organizme rýb.

Energetický metabolizmus a potreba kyslíka

Energia, ktorá sa používa na zabezpečenie všetkých bunkových funkcií sa získava z adenozíntrifosfátu (ATP). Je potrebný na kontrakcie svalov, vedenie nervových impulzov v mozgu, činnosť srdca, na príjem kyslíka žiabrami atď. Ak bunka potrebuje energiu, rozpojením väzieb v ATP sa uvoľní energia. Vedľajším produktom tejto reakcie je adenozíndifosfát (ADP) a anorganický fosfát. V bunke ADP a fosfát môžu znova reagovať cez komplikované metabolické deje a tvorí sa ATP. Väčšina sladkovodných rýb potrebuje veľké množstvo kyslíka v prostredí. Tento kyslík je potrebný hlavne ako „palivo“ pre biochemické mechanizmy spojené s procesmi cyklu energie. Energetický metabolizmus, ktorý je spojený s kyslíkom je vysoko účinný a zabezpečuje trvalé dodávanie energie, ktorú potrebuje ryba na základné fyziologické funkcie. Tento metabolizmus sa označuje aeróbny metabolizmus.

Nie všetka produkcia energie vyžaduje kyslík. Bunky majú vyvinutý mechanizmus udržiavať dodávku energie počas krátkeho obdobia, keď je hladina kyslíka nízka (hypoxia). Anaeróbny alebo hypoxický energetický metabolizmus je málo účinný a nie je schopný produkovať dostatok energie pre tkanivá počas dlhého obdobia. Ryby potrebujú konštantný prísun energie. K tomu potrebujú stále a dostatočné množstvo kyslíka. Nedostatok kyslíka rýchlo zbavuje ryby energie, ktorú potrebujú k životu. Ryby sú schopné plávať nepretržite na dlhé vzdialenosti bez únavy v značnej rýchlosti. Tento typ plávania ryby využívajú pri normálnom plávaní a na dlhé vzdialenosti. Svaly, ktoré sa na tomto pohybe podieľajú, využívajú veľké množstvo kyslíka na syntézu energie. Ak majú ryby dostatok kyslíka, nikdy sa neunavia pri dlhodobom plávaní. Rýchle, prudké a vysoko intenzívne plávanie trvá normálne iba niekoľko sekúnd, prípadne minút a končí fyzickým stavom vyčerpania. Tento typ plávania využívajú ryby pri love, migrácii proti prúdu alebo pri úteku. Tento typ pohybu úplne vyčerpá energetické zásoby. Obnova môže trvať hodiny, niekedy aj dni, čo závisí na prístupnosti kyslíka, trvaní rýchleho plávania a stupni vyčerpania energetických zásob. Ak sa napríklad ryba, ktorá bola pri odchyte úplne zbavená energie, umiestni do inej , potrebuje množstvo kyslíka a pokojné miesto, kde by obnovila zásoby energie. Ak sa však umiestni do nádoby, kde je málo kyslíka, nedokáže obnoviť energiu a skôr či neskôr hynie. Nie nedostatok kyslíka zabíja rybu, ale nedostatok energie a neschopnosť obnoviť energetické zásoby. Je jasné, že to sú podmienky, ktoré extrémne stresujú ryby.

Faktory ovplyvňujúce obnovu energie

Spolu so stratou energetických zásob počas rýchleho plávania narastá v tkanivách a krvi hladina laktátu. Keďže sa jedná o kyselinu, produkuje ióny vodíka, ktoré znižujú pH tkanív a dodávanie energie do bunky. Tiež zvyšuje vyplavovanie dôležitých metabolitov z bunky, ktoré sú potrebné pri obnove energie. Vylučovanie laktátu a obnova normálnej funkcie buniek môže trvať od 4 do 12 hodín. Pri tomto procese hrá dôležitú úlohu veľkosť tela, vody, tvrdosť a pH vody a dostupnosť kyslíka.

  • Veľkosť tela – existuje pozitívna korelácia medzi anaeróbnym energetickým metabolizmom a potrebou energie. Väčšie ryby teda potrebujú viac energie na rýchle plávanie. To spôsobuje vyšší výdaj energie a dlhší obnovy
  • Teplota vody – vylučovanie laktátu a iných metabolitov výrazne ovplyvňuje teplota vody. Väčšie zmeny teploty výrazne ovplyvňujú schopnosť rýb obnoviť energetické zásoby. Je preto potrebné sa vyvarovať veľkým zmenám teploty, ktoré znižujú schopnosť obnovy energie.
  • Tvrdosť vody – zníženie tvrdosti vody má dôležitý účinok na metabolizmus a acidobázickú rovnováhu krvi. Väčšina prác sa zaoberala vplyvom na morské druhy a nie je úplne jasné, či sú tieto výsledky prenosné aj na sladkovodné ryby. Keď sú sladkovodné ryby stresované, preniká cez bunkové membrány, hlavne žiabier a krv je redšia. Toto zriedenie krvi zvyšuje nároky na udržiavanie rovnováhy solí v organizme, čiže udržiavanie osmotickej rovnováhy. Viac sa dočítate nižšie.
  • pH vody – v kyslejšom prostredí sú ryby schopné obnoviť energiu rýchlejšie. Vyššie pH tento proces výrazne spomaľuje, čo je rizikové pre druhy vyžadujúce vyššie pH, ako napr. jazier a .

Regulácia osmotického tlaku – udržiavanie rovnováhy solí stresovaných rýb

Regulácia hladiny solí je základom života. Štruktúra a funkcia bunky úzko súvisí s vodou a látok v nej rozpustených. Ryba používa značnú energiu na kontrolu zloženia vnútrobunkových a mimobunkových tekutín. U rýb táto osmoregulácia spotrebuje asi 25 – 50% celkového metabolického výdaja, čo je pravdepodobne najviac spomedzi živočíchov. Mechanizmus, ktorý ryby využívajú na udržiavanie rovnováhy solí je veľmi komplikovaný a extrémne závislý na energii. Pretože účinnosť anaeróbneho energetického metabolizmu je iba na úrovni 1/10 energetického metabolizmu v prostredí bohatom na kyslík, energetická potreba pre osmoreguláciu tkanív nie je možná iba anaeróbnym energetickým metabolizmom. Rýchly pokles hladiny ATP v bunke spôsobuje spomalenie až zastavenie funkcie bunkových iónových púmp, ktoré regulujú solí cez bunkovú membránu. Prerušenie činnosti iónovej pumpy spôsobuje stratu rovnováhy iónov v bunke a dochádza k riziku smrti bunky a ryby.

Sladkovodné aj morské ryby trvalo čelia nutnosti iónovej a osmotickej regulácie. Sladkovodné ryby, ktorých koncentrácia iónov v tkanivách je omnoho vyššia ako vo vode, musia regulovať príjem a stratu vody cez priepustné epiteliálne tkanivá a močom. Tieto ryby produkujú veľké množstvo moču, ktorého denné množstvo tvorí 20% hmotnosti tela. Obličky rýb sú vysoko účinné v odstraňovaní vody z tela a sú takisto účinné aj v zadržiavaní solí v tele. Zatiaľ čo veľmi malé množstvo preniká do moču, väčšina osmoregulačných dejov sa zabezpečuje žiabrami. Sodík je hlavný ión tkanív. Transport sodíka cez bunkovú membránu je vysoko závislý na energii a umožňuje ho enzým Na/K-ATP-áza. Tento enzým sa nachádza v bunkovej membráne a využíva energiu, ktorú dodáva ATP na prenos sodíka jedným smerom cez bunkovú membránu. Draslík sa pohybuje opačným smerom. Tento proces umožňuje svalovú kontrakciu, poskytuje elektrochemický gradient potrebný na činnosť srdca a umožňuje prenos všetkých signálov v mozgu a nervoch. Väčšina osmoregulácie u rýb sa deje v žiabrach a funguje nasledovne: Čpavok sa tvorí ako odpadový produkt metabolizmu rýb. Keď sú ryby v pohybe, tvoria väčšie množstvo čpavku a ten sa musí vylúčiť z krvi. Na rozdiel od vyšších živočíchov, ryby nevylučujú čpavok močom. Čpavok a väčšina dusíkatých odpadových látok prestupuje cez membránu žiabier (asi 80 – 90%). Čpavok sa vymieňa pri prechode cez membránu žiabier za sodík. Takto sa znižuje množstvo čpavku v krvi a zvyšuje sa jeho koncentrácia v bunkách žiabier. Naopak, sodík prechádza z buniek žiabier do krvi. Aby sa nahradil sodík v bunkách žiabier a obnovila sa rovnováha solí, bunky žiabier vylúčia čpavok do vody a vymenia ho za sodík z vody. Podobným spôsobom sa vymieňajú chloridové ióny za bikarbonát. Pri dýchaní je vedľajší produkt CO2 a voda. Bikarbonát sa tvorí, keď CO2 z bunkového dýchania reaguje s vodou v bunke. Ryby nemôžu, na rozdiel od suchozemských živočíchov, vydýchnuť CO2 a miesto toho sa zlučuje s vodou a tvorí sa bikarbonátový ión. Chloridové ióny sa dostávajú do bunky a bikarbonát von z bunky do vody. Týmto spôsobom sa zamieňa vodík za sodík, čím sa napomáha kontrole pH krvi.

Tieto dva mechanizmy výmeny iónov sa nazývajú absorpcia a sekrécia a vyskytujú sa v dvoch typoch buniek žiabier, respiračných a chloridových. Chloridové bunky vylučujú soli, sú väčšie a vyvinutejšie u morských druhov rýb. Respiračné bunky, ktoré sú potrebné pre výmenu plynov, odstraňovanie dusíkatých odpadových produktov a udržiavanie acidobázickej rovnováhy, sú vyvinutejšie u sladkovodných rýb. Sú zásobované arteriálnou krvou a zabezpečujú výmenu sodíka a chloridov za čpavok a bikarbonát. Tieto procesy sú opäť vysoko závislé na prístupnosti energie. Ak nie je dostatok energie na fungovanie iónovej pumpy, nemôže dochádzať k ich výmene a voda „zaplaví“ bunky difúziou a to spôsobí smrť rýb.

Dôsledky nedostatku kyslíka v procese osmoregulácie

Len niekoľko minút nedostatku kyslíka, membrána buniek mozgu stráca schopnosť kontrolovať rovnováhu iónov a uvoľňujú sa neurotransmitery, ktoré urýchľujú vstup vápnika do bunky. Zvýšená hladina vápnika v bunkách spúšťa množstvo degeneratívnych procesov, ktoré vedú k poškodeniu nervovej sústavy a k smrti. Tieto procesy zahŕňajú poškodenie DNA, dôležitých bunkových proteínov a bunkovej membrány. Tvoria sa voľné radikály a oxid dusitý, ktoré poškodzujú bunkové organely. Podobné procesy sa dejú aj v iných orgánoch (pečeň, svaly, srdce a krvné bunky). Ak sa dostane do bunky vápnik, je potrebné veľké množstvo energie na jeho odstránenie kalciovými pumpami, ktoré vyžadujú ATP. Ďalší dôsledok hypoxie je uvoľňovanie hormónov z hypofýzy, z ktorých u rýb prevažuje prolaktín. Uvoľnenie tohto hormónu ovplyvňuje priepustnosť bunkovej membrány v žiabrach, koži, obličkách, čreve a ovplyvňuje mechanizmus transportu iónov. Jeho uvoľnenie napomáha regulácii rovnováhy vody a iónov znižovaním príjmu vody a zadržiavaním dôležitých iónov, hlavne Na+ a Cl-. Tým pomáha udržiavať rovnováhu solí v krvi a v tkanivách a bráni nabobtnaniu rýb vodou.

Najväčšia hrozba pre sladkovodné ryby je strata iónov difúziou do vody, skôr než vylučovanie nadbytku vody. Hoci regulácia rovnováhy vody môže mať význam, je sekundárna vo vzťahu k zadržiavaniu iónov. Prolaktín znižuje osmotickú priepustnosť žiabier zadržiavaním iónov a vylučovaním vody. Zvyšuje tiež vylučovanie hlienu žiabrami, čím napomáha udržiavať rovnováhu iónov a vody tým, že zabraňuje prechodu molekúl cez membránu. U rýb, ktoré boli stresované chytaním, prudkým plávaním, sa z tkanív odčerpáva energia a trvá niekoľko hodín až dní, kým sa jej zásoby obnovia. Anaeróbny energetický metabolizmus nie je schopný to zabezpečiť v plnej miere a je potrebné veľké množstvo kyslíka. Ak je ho nedostatok, vedie to k úhynu rýb. Nemusia však uhynúť hneď. Rovnováha solí sa nemôže zabezpečiť bez dostatku kyslíka.

Potreba kyslíka

Kyslík je hlavným faktorom, ktorý ovplyvňuje prežitie rýb v strese. Nie teplota vody ani hladina soli. Predsa však je teplota hlavný ukazovateľ toho, koľko kyslíka vo vode je pre ryby dostupného a ako rýchlo ho budú môcť využiť. Maximálne množstvo rozpusteného kyslíka vo vode sa označuje hladina saturácie. Táto klesá so stúpaním teploty. Napr. pri teplote 20 °C je voda nasýtená kyslíkom pri jeho koncentrácii 8,9 mg/l, pri 26 °C je to pri koncentrácii 8 mg/l a pri 32 °C len 7,3 mg/l. Pri vyšších teplotách sa zvyšuje metabolizmus rýb a rýchlejšie využívajú aj kyslík. Koncentrácia kyslíka pod 5 mg/l pri 26 °C môže byť rýchlo smrteľná.

Vzduch a kyslík vo vode – môže aj škodiť. Pri chove cichlíd sa často chovateľ snaží zabezpečiť maximálne prevzdušnenie vody veľmi silným vzduchovaním. Niektorí využívajú možnosti prisávania vzduchu pred vyústením vývodu interného alebo externého filtra, iní používajú samostatné vzduchové kompresory, ktorými vháňajú vzduch do vody cez vzduchovacie s veľmi jemnými pórmi. Oba spôsoby vzduchovania sú schopné vytvoriť obrovské množstvo mikroskopických bubliniek. Veľkosť bublín kyslíka alebo vzduchu môže významne zmeniť chémiu vody, stupeň prenosu plynov a koncentráciu rozpustených plynov. Riziko poškodenia zdravia a úhynu rýb vzniká najmä pri transporte v uzavretých nádobách, do ktorých sa vháňa vzduch alebo kyslík pod tlakom. Určité riziko však vzniká aj pri nadmernom jemnom vzduchovaní v akváriách. Mikroskopické bublinky plynu sa môžu prilepiť na žiabre, skrely, kožu a oči a spôsobovať traumu a plynovú embóliu. Poškodenie žiabier a plynová embólia negatívne ovplyvňujú zdravie rýb a prežívateľnosť, obmedzujú výmenu plynov pri dýchaní a vedú k hypoxii, zadržiavaniu CO2 a respiračnej acidóze. Čistý kyslík je účinné oxidovadlo. Mikroskopické bublinky obsahujúce čistý kyslík sa môžu prichytiť na lístky žiabier, vysušujú ich, dráždia, oxidujú a spôsobujú chemické popálenie jemného epiteliálneho tkaniva. Ak voda vyzerá mliečne zakalená s množstvom miniatúrnych bublín, ktoré sa prilepujú na skrely a žiabre alebo na vnútorné steny nádoby, je potrebné tieto podmienky považovať za potenciálne toxické a všeobecne nezdravé pre ryby. Ak je pôsobenie plynu v tomto stave dlhšie trvajúce a parciálny tlak kyslíka sa pohybuje okolo 1 atmosféry (namiesto 0,2 atm., ako je vo vzduchu), šanca prežitia pre ryby klesá. Stlačený vzduch je vhodný, ak sa dopĺňa kontinuálne v rozmedzí bezpečnej koncentrácie kyslíka, ale pôsobením stlačeného vzduchu alebo dodávaného pod vysokým parciálnym tlakom vo vode, môžu ryby prestať dýchať, čím sa zvyšuje koncentrácia CO2 v ich organizme. To môže viesť k zmenám acidobázickej rovnováhy (respiračnej acidózy) v organizme rýb a zvyšovať úhyn. Čistý stlačený kyslík obsahuje 5-násobne vyšší obsah kyslíka ako vzduch. Preto je potreba jeho dodávania asi 1/5 pri čistom kyslíku oproti zásobovaniu vzduchom. Veľmi malé bubliny kyslíka sa rozpúšťajú rýchlejšie než väčšie, pretože majú väčší povrch vzhľadom k objemu, ale každá plynová bublina potrebuje na rozpustenie vo vode dostatočný priestor. Ak tento priestor chýba alebo je nedostatočný, mikrobubliny môžu zostať v suspenzii vo vode, prichytávajú sa k povrchom predmetov vo vode alebo pomaly stúpajú k hladine.

Mikroskopické bublinky plynu sa rozpúšťajú vo vode rýchlejšie a dodávajú viac plynu do roztoku než väčšie bubliny. Tieto podmienky môžu presycovať vodu kyslíkom, ak množstvo bubliniek plynu tvorí „hmlu“ vo vode a zostávajú rozptýlené (v suspenzii) a kyslík s vysokým tlakom môže byť toxický kvôli tvorbe voľných radikálov. Mikroskopické vzduchové bublinky môžu tiež spôsobiť plynovú embóliu. Arteriálna plynová embólia a emfyzém tkanív môžu byť reálne a tvoria nebezpečenstvo najmä pri transporte živých rýb. Je preto potrebné sa vyhnúť suspenzii plynových bublín v transportnej vode. Problém arteriálnej plynovej embólie počas transportu vzniká aj preto, že ryby nemajú možnosť sa potopiť do väčšej hĺbky (ako to robia ryby vypustené do jazera), kde je vyšší tlak vody, ktorý by rozpustil jemné bublinky v obehovom systéme. Dva kľúčové body zlepšujú pohodu veľkého počtu odchytených a stresovaných rýb pri transporte:

  • Zvýšiť parciálny tlak O2 nad nasýtenie stlačeným kyslíkom a dodanie dosť veľkých bublín, aby unikli povrchom vody. Vzduch tvorí najmä dusík a mikroskopické bublinky dusíka tiež môžu prilipnúť na žiabre. Bublinky akéhokoľvek plynu prichytené na žiabre môžu ovplyvniť dýchanie a narušiť zdravie rýb. Ak sa transportujú ryby vo vode presýtenej bublinkami, vzniká pravdepodobnosť vzniku hypoxie, hyperkarbie, respiračnej acidózy, ochorenia a smrti.
  • Zvýšiť slanosť vody na 3-5 mg/l. Soľ (stačí aj neiodidovaná NaCl) je vhodná pri transporte rýb. V strese ryby strácajú ióny a toto môže byť pre ne viac stresujúce. Energetická potreba transportu iónov cez membrány buniek môže predstavovať významnú stratu energie vyžadujúcu ešte viac kyslíka. Transport rýb v nádobách, ktoré obsahujú hmlu mikroskopických bublín, môžu byť nebezpečná pre transportované ryby zvyšovaním možnosti oneskorenej smrti po vypustení. Ryby transportované v akoby mliečne zakalenej vode sú stresované, dochádza k ich fyzickému poškodeniu, zvyšuje sa citlivosť k infekciám, ochoreniu a úhyn po vypustení po transporte. Po vypustení rýb, ktoré prežili prvotný toxický vplyv kyslíka, po transporte môžu byť kvôli poškodeným žiabram citlivejšie na rôzne patogény a následne sa môže vyskytovať zvýšený úhyn počas niekoľkých dní až týždňov po transporte. Veľmi prevzdušnená voda neznamená prekysličená. Veľmi prevzdušnená voda je často presýtená plynným dusíkom, ktorý môže spôsobiť ochorenie. Mikroskopické bublinky obsahujúce najmä dusík, môžu spôsobiť emfyzém tkanív pri transporte, podobne, ako je tomu u potápačov.

Author of the post: Róbert Toman

The positive impact of oxygen on living organisms is generally well-known. Fish, like terrestrial vertebrates, need oxygen for their survival, although the way they breathe is entirely different. Since they lack lungs, oxygen must penetrate from the water into the blood directly through tissues that are in direct contact with the water, such as gills. Oxygen, which is supposed to diffuse into the blood through the gills, must be dissolved, as fish cannot take in oxygen in the form of bubbles. The capture, transportation, and captivity of fish have serious metabolic demands on the brain, muscles, heart, gills, and other tissues. We commonly refer to them as stress, but the physiological situation is much more complicated. Stress associated with the capture and release of fish into a different environment can contribute to fish mortality. Understanding the energy metabolism of fish and the factors that influence it is crucial for the proper handling and treatment of fish after capture. Before evaluating the risks associated with oxygen in the water and understanding them, let’s briefly outline the physiological processes related to the function of oxygen in the fish’s body.

Energy Metabolism and Oxygen Requirement

The energy used to ensure all cellular functions are performed is derived from adenosine triphosphate (ATP). It is required for muscle contractions, transmission of nerve impulses in the brain, heart activity, and oxygen intake through the gills, among other functions. When a cell needs energy, breaking the bonds in ATP releases energy. The by-products of this reaction are adenosine diphosphate (ADP) and inorganic phosphate. In the cell, ADP and phosphate can react again through complex metabolic processes to form ATP. Most freshwater fish require a significant amount of oxygen in their environment. This oxygen is needed primarily as „fuel“ for biochemical mechanisms associated with energy cycle processes. The energy metabolism associated with oxygen is highly efficient and ensures a continuous supply of energy needed for the fish’s basic physiological functions. This metabolism is referred to as aerobic metabolism.

Not all energy production requires oxygen. Cells have developed a mechanism to maintain energy supply during short periods when oxygen levels are low (hypoxia). Anaerobic or hypoxic energy metabolism is less efficient and cannot produce enough energy for tissues over a long period. Fish need a constant supply of energy, requiring a continuous and sufficient amount of oxygen. Oxygen deficiency quickly deprives fish of the energy they need to live. Fish are capable of swimming continuously for long distances without fatigue at considerable speed. They use this type of swimming during normal activity and for long-distance travel. The muscles involved in this movement utilize a large amount of oxygen for energy synthesis. If fish have enough oxygen, they never tire during prolonged swimming. Rapid, intense swimming lasts normally only a few seconds or minutes and ends in a state of physical exhaustion. Fish use this type of movement during hunting, upstream migration, or escape. This type of movement completely depletes energy reserves. Recovery can take hours, sometimes even days, depending on oxygen availability, the duration of rapid swimming, and the degree of depletion of energy reserves. For example, if a fish completely depleted of energy during capture is placed in another tank, it needs a significant amount of oxygen and a calm place to replenish energy reserves. However, if placed in a container with low oxygen, it cannot restore energy and sooner or later dies. It is clear that these are conditions that extremely stress fish.

Factors Influencing Energy Recovery

Along with the depletion of energy reserves during rapid swimming, the levels of lactate in tissues and blood increase. As lactate is an acid, it produces hydrogen ions that lower the pH of tissues and impede the delivery of energy to the cell. It also increases the efflux of important metabolites from the cell, necessary for energy recovery. The elimination of lactate and the restoration of normal cell function can take from 4 to 12 hours. In this process, body size, water temperature, water hardness and pH, and oxygen availability play crucial roles.

  • Body Size: There is a positive correlation between anaerobic energy metabolism and energy demand. Larger fish, therefore, require more energy for rapid swimming. This results in higher energy expenditure and a longer recovery time.
  • Water Temperature: The excretion of lactate and other metabolites is significantly influenced by water temperature. Substantial changes in temperature significantly affect the fish’s ability to replenish energy reserves. It is necessary to avoid large temperature fluctuations, which reduce the ability to recover energy.
  • Water Hardness: Decreasing water hardness has a significant effect on metabolism and the acid-base balance of blood. Most studies have focused on the impact on marine species, and it is not entirely clear whether these results are transferable to freshwater fish. When freshwater fish are stressed, water penetrates through cell membranes, especially gills, and the blood becomes diluted. This blood dilution increases the demands on maintaining salt balance in the body, i.e., maintaining osmotic balance. More information on this is provided below.
  • Water pH: In an acidic environment, fish can recover energy more quickly. Higher pH significantly slows down this process, which poses a risk for species requiring higher pH, such as African cichlids from the Malawi and Tanganyika lakes.

Osmotic Pressure Regulation – Maintaining Salt Balance in Stressed Fish

Regulation of salt levels is fundamental to life. The structure and function of cells are closely related to the water and dissolved substances within them. Fish expend significant energy to control the composition of intracellular and extracellular fluids. In fish, osmoregulation consumes about 25-50% of the total metabolic expenditure, likely the highest among animals. The mechanism fish use to maintain salt balance is highly complex and extremely energy-dependent. Since the efficiency of anaerobic energy metabolism is only about 1/10 of the energy metabolism in an oxygen-rich environment, the energy requirement for tissue osmoregulation is not feasible through anaerobic energy metabolism alone. A rapid decrease in ATP levels in the cell slows down or stops the function of cellular ion pumps that regulate the movement of salts across the cell membrane. The interruption of ion pump activity leads to an imbalance of ions in the cell, posing a risk of cell and fish death.

Both freshwater and marine fish constantly face the need for ion and osmotic regulation. Freshwater fish, with ion concentrations in tissues much higher than in water, must regulate water intake and loss through permeable epithelial tissues and urine. These fish produce a large amount of urine, with daily amounts constituting 20% of body weight. Fish kidneys are highly efficient in removing water from the body and are also effective in retaining salts. While very little salt penetrates into the urine, most osmoregulatory processes are facilitated by the gills. Sodium is the main ion in tissues. The transport of sodium across the cell membrane is highly dependent on energy and is facilitated by the enzyme Na/K-ATPase. This enzyme is located in the cell membrane and uses the energy supplied by ATP to transport sodium unidirectionally across the cell membrane. Potassium moves in the opposite direction. This process enables muscle contraction, provides the electrochemical gradient necessary for heart function, and allows the transmission of all signals in the brain and nerves. Most osmoregulation in fish occurs in the gills and works as follows: Ammonia is produced as a waste product of fish metabolism. When fish are in motion, a larger amount of ammonia is produced, and it must be excreted from the blood. Unlike higher animals, fish do not excrete ammonia through urine. Ammonia and most nitrogenous waste substances pass through the gill membrane (about 80-90%). As ammonia passes through the gill membrane, it is exchanged for sodium. This reduces the amount of ammonia in the blood and increases its concentration in gill cells. Conversely, sodium passes from gill cells to the blood. To replace sodium in gill cells and restore salt balance, gill cells excrete ammonia into the water and exchange it for sodium from the water. Similarly, chloride ions are exchanged for bicarbonate. During respiration, the byproduct is CO2 and water. Bicarbonate is formed when CO2 from cellular respiration reacts with water in the cell. Fish cannot, unlike terrestrial animals, exhale CO2 and instead combine it with water to form bicarbonate ions. Chloride ions enter the cell, and bicarbonate exits the cell into the water. This exchange of hydrogen for sodium helps control blood pH.

These two mechanisms of ion exchange are called absorption and secretion, occurring in two types of gill cells: respiratory and chloride cells. Chloride cells, responsible for excreting salts, are larger and more developed in marine fish species. Respiratory cells, crucial for gas exchange, removal of nitrogenous waste products, and maintaining acid-base balance, are more developed in freshwater fish. They are supplied by arterial blood and facilitate the exchange of sodium and chloride for ammonia and bicarbonate. These processes are again highly dependent on energy accessibility. If there is not enough energy for the ion pump to function, the exchange cannot occur, and water „floods“ the cells through diffusion, leading to the death of the fish.

Consequences of Oxygen Shortage in Osmoregulation

Just a few minutes of oxygen deprivation cause the brain cell membrane to lose the ability to control ion balance, releasing neurotransmitters that accelerate calcium entry into the cell. Elevated calcium levels in cells trigger numerous degenerative processes that lead to damage to the nervous system and death. These processes include DNA damage, important cellular proteins, and the cell membrane. Free radicals and nitrogen oxide are formed, damaging cellular organelles. Similar processes occur in other organs (liver, muscles, heart, and blood cells). If calcium enters the cell, a large amount of energy is needed to remove it with calcium pumps, which require ATP. Another consequence of hypoxia is the release of hormones from the pituitary gland, with prolactin prevailing in fish. The release of this hormone affects the permeability of the cell membrane in the gills, skin, kidneys, intestines, influencing the ion transport mechanism. Its release helps regulate the balance of water and ions by reducing water intake and retaining important ions, mainly Na+ and Cl-. This helps maintain salt balance in the blood and tissues and prevents fish from swelling with water.

The biggest threat to freshwater fish is the loss of ions through diffusion into the water rather than excretion of excess water. Although water balance regulation may be important, it is secondary to ion retention. Prolactin reduces the osmotic permeability of the gills by retaining ions and excreting water. It also increases mucus secretion in the gills, helping maintain the balance of ions and water by preventing the passage of molecules through the membrane. In fish stressed by capture or vigorous swimming, energy is depleted from the tissues, and it takes several hours to days for its reserves to replenish. Anaerobic energy metabolism cannot fully provide for this, requiring a substantial amount of oxygen. A lack of oxygen leads to fish mortality. However, they may not die immediately. Salt balance cannot be maintained without an adequate supply of oxygen.

The need for oxygen is a critical factor that influences the survival of fish under stress, more so than water temperature or salinity levels. However, water temperature is a key indicator of how much oxygen is available to fish and how quickly they can utilize it. The maximum amount of dissolved oxygen in water is known as the saturation level, and it decreases as the water temperature rises. For example, at a temperature of 20 °C, water is saturated with oxygen at a concentration of 8.9 mg/l, at 26 °C, it’s saturated at 8 mg/l, and at 32 °C, it drops to only 7.3 mg/l. Higher temperatures increase the metabolism of fish, leading to a faster utilization of oxygen. A concentration of oxygen below 5 mg/l at 26 °C can be rapidly lethal.

Air and Oxygen in Water – Can Harm Too

In some cichlid breeding setups, hobbyists often aim for maximum water aeration through powerful air pumps. Some use air intake before the outlet of internal or external filters, while others employ separate air compressors to inject air into the water through air stones with very fine pores. Both aeration methods can create a vast number of microscopic bubbles. The size of oxygen or air bubbles can significantly alter water chemistry, gas exchange efficiency, and the concentration of dissolved gases. Risks to the health and survival of fish arise, especially during transportation in closed containers where air or oxygen is forced into the water under pressure. There’s also a risk with excessive and fine aeration in aquariums. Microscopic gas bubbles can adhere to gills, scales, skin, and eyes, causing trauma and gas embolism. Damaged gills and gas embolism negatively affect fish health and survivability, limiting gas exchange during breathing and leading to hypoxia, CO2 retention, and respiratory acidosis. Pure oxygen is an effective oxidizer. Microscopic bubbles containing pure oxygen can attach to gill filaments, drying them out, irritating them, causing oxidation, and resulting in chemical burns to the delicate epithelial tissue. If the water appears milky with numerous tiny bubbles sticking to scales, gills, or the tank’s inner walls, these conditions should be considered potentially toxic and generally unhealthy for fish. If the action of gas is prolonged and the partial pressure of oxygen hovers around 1 atmosphere (instead of the normal 0.2 atm. in air), the chances of fish survival decrease. Compressed air is suitable if it is continuously supplied within a safe oxygen concentration range. However, the action of compressed air or oxygen supplied under high pressure into the water can cause fish to stop breathing, increasing the concentration of CO2 in their bodies. This can lead to changes in the acid-base balance (respiratory acidosis) in fish, raising mortality. Pure compressed oxygen contains five times more oxygen than air. Therefore, the need for its supply is about 1/5 of that for air. Very small oxygen bubbles dissolve faster than larger ones because they have a larger surface area relative to volume. However, each gas bubble needs sufficient space to dissolve in water. If this space is lacking or insufficient, microbubbles may remain in suspension in the water, adhere to surfaces in the water, or slowly rise to the surface.

Microscopic gas bubbles dissolve in water quickly, delivering more gas into the solution than larger bubbles. These conditions can oversaturate water with oxygen if the quantity of gas bubbles creates a „mist“ in the water and remains dispersed (in suspension). High-pressure oxygen can be toxic due to the formation of free radicals. Microscopic oxygen bubbles can also cause gas embolism. Arterial gas embolism and tissue emphysema can be real dangers, especially during the transport of live fish. It is necessary to avoid the suspension of gas bubbles in transport water. The problem of arterial gas embolism during transport arises because fish do not have the opportunity to submerge into deeper waters (as fish released into a lake might), where the water pressure is higher, helping to dissolve fine bubbles in the circulatory system. Two key points improve the well-being of a large number of caught and stressed fish during transport:

  • Increasing the Partial Pressure of O2 Above Saturation with Compressed Oxygen and Supplying Sufficiently Large Bubbles to Escape the Water Surface. Air mainly consists of nitrogen, and microscopic nitrogen bubbles can also adhere to the gills. Bubbles of any gas attached to the gills can affect breathing and disrupt the health of fish. If fish are transported in water oversaturated with bubbles, there is a likelihood of hypoxia, hypercarbia, respiratory acidosis, diseases, and death.
  • Increasing the Salinity of Water to 3-5 mg/l. Salt (non-iodized NaCl is sufficient) is suitable for fish transport. In stress, fish lose ions, which can be more stressful for them. The energy required for ion transport through cell membranes can represent a significant loss of energy, requiring even more oxygen. Transporting fish in containers containing a mist of microscopic bubbles can be dangerous for transported fish, increasing the likelihood of delayed mortality after release. Fish transported in water that appears milky and contains microbubbles are stressed, experience physical damage, and have increased susceptibility to infections, illnesses, and post-transport mortality.

After the release of fish that survived the initial toxic effects of oxygen during transport, they may be more sensitive to various pathogens. As a result, increased mortality may occur in the days to weeks following transport. Very aerated water does not mean oxygenated water. Highly aerated water is often oversaturated with gaseous nitrogen, which can cause illness. Microscopic bubbles containing mainly nitrogen can cause tissue emphysema during transport, similar to what happens to divers.


Autor des Beitrags: Róbert Toman

Die positive Wirkung von Sauerstoff auf lebende Organismen ist allgemein bekannt. Fische benötigen Sauerstoff zum Leben ebenso wie landlebende Wirbeltiere, obwohl ihre Atemmechanismen völlig unterschiedlich sind. Da sie keine Lungen haben, muss der Sauerstoff direkt aus dem Wasser in das Blut durch die Gewebe gelangen, die direkt mit dem Wasser in Kontakt stehen, also durch die Kiemen. Der Sauerstoff, der durch die Kiemen in das Blut diffundieren soll, muss natürlich gelöst sein, da Fische nicht in der Lage sind, Sauerstoff in Form von Blasen aufzunehmen. Das Fangen von Fischen, ihr Transport und ihre Haltung in Gefangenschaft stellen erhebliche metabolische Anforderungen an Gehirn, Muskeln, Herz, Kiemen und andere Gewebe. Diese Bedingungen bezeichnen wir allgemein als Stress, aber die physiologische Situation ist viel komplizierter. Stress im Zusammenhang mit dem Fang und dem Freilassen von Fischen in eine andere Umgebung kann zur Mortalität der Fische beitragen. Das Verständnis des Energiestoffwechsels der Fische und der Faktoren, die ihn beeinflussen, ist wichtig für den richtigen Umgang mit Fischen und ihre Pflege nach dem Fang. Vor der Bewertung der mit dem Sauerstoff im Wasser verbundenen Risiken und zum besseren Verständnis dieser Risiken wollen wir kurz die physiologischen Prozesse im Zusammenhang mit der Funktion des Sauerstoffs im Fischorganismus erläutern.

Energie- und Sauerstoffbedarf

Die Energie, die für alle zellulären Funktionen benötigt wird, wird aus Adenosintriphosphat (ATP) gewonnen. Es ist notwendig für Muskelkontraktionen, die Übertragung von Nervenimpulsen im Gehirn, die Herzfunktion, die Sauerstoffaufnahme durch die Kiemen usw. Wenn die Zelle Energie benötigt, wird durch die Spaltung der Bindungen im ATP Energie freigesetzt. Ein Nebenprodukt dieser Reaktion ist Adenosindiphosphat (ADP) und anorganisches Phosphat. In der Zelle können ADP und Phosphat durch komplizierte Stoffwechselprozesse wieder reagieren und ATP wird gebildet. Die meisten Süßwasserfische benötigen eine große Menge an Sauerstoff in ihrer Umgebung. Dieser Sauerstoff wird hauptsächlich als „Treibstoff“ für die biochemischen Mechanismen benötigt, die mit den Energieprozessen verbunden sind. Der Energiestoffwechsel, der mit Sauerstoff verbunden ist, ist sehr effizient und gewährleistet eine ständige Energieversorgung, die der Fisch für grundlegende physiologische Funktionen benötigt. Dieser Stoffwechsel wird als aerober Stoffwechsel bezeichnet.

Nicht alle Energieproduktion erfordert Sauerstoff. Die Zellen haben Mechanismen entwickelt, um die Energieversorgung während kurzer Perioden mit niedrigen Sauerstoffkonzentrationen (Hypoxie) aufrechtzuerhalten. Der anaerobe oder hypoxische Energiestoffwechsel ist wenig effizient und nicht in der Lage, genügend Energie für die Gewebe über längere Zeiträume zu produzieren. Fische benötigen eine konstante Energiezufuhr, und dafür benötigen sie eine ständige und ausreichende Menge an Sauerstoff. Ein Sauerstoffmangel entzieht den Fischen schnell die Energie, die sie zum Leben brauchen. Fische sind in der Lage, über lange Strecken ohne Ermüdung in beachtlicher Geschwindigkeit zu schwimmen. Diese Art des Schwimmens nutzen die Fische beim normalen Schwimmen und über lange Strecken. Die Muskeln, die an dieser Bewegung beteiligt sind, benötigen große Mengen an Sauerstoff zur Energieproduktion. Wenn Fische genug Sauerstoff haben, werden sie bei langem Schwimmen nie müde. Schnelles, intensives Schwimmen dauert normalerweise nur wenige Sekunden oder Minuten und endet in einem Zustand körperlicher Erschöpfung. Diese Art des Schwimmens nutzen die Fische bei der Jagd, beim Aufstieg gegen die Strömung oder bei der Flucht. Dieser Bewegungsstil erschöpft die Energiespeicher vollständig. Die Erholung kann Stunden, manchmal sogar Tage dauern, abhängig von der Verfügbarkeit von Sauerstoff, der Dauer des schnellen Schwimmens und dem Grad der Erschöpfung der Energiespeicher. Wenn beispielsweise ein Fisch, der beim Fang völlig erschöpft wurde, in ein anderes Becken gesetzt wird, benötigt er viel Sauerstoff und einen ruhigen Ort, um seine Energiespeicher wieder aufzufüllen. Wenn er jedoch in einen Behälter mit wenig Sauerstoff gesetzt wird, kann er seine Energie nicht wiederherstellen und stirbt früher oder später. Es ist nicht der Sauerstoffmangel, der den Fisch tötet, sondern der Energiemangel und die Unfähigkeit, die Energiespeicher wieder aufzufüllen. Es ist klar, dass dies Bedingungen sind, die Fische extrem stressen.

Faktoren, die die Energiewiederherstellung beeinflussen

Mit dem Verlust der Energiespeicher während des schnellen Schwimmens steigt der Laktatspiegel in den Geweben und im Blut. Da es sich um eine Säure handelt, produziert sie Wasserstoffionen, die den pH-Wert der Gewebe und die Energiezufuhr zur Zelle senken. Außerdem erhöht es die Auswaschung wichtiger Metaboliten aus der Zelle, die für die Energiewiederherstellung notwendig sind. Die Ausscheidung von Laktat und die Wiederherstellung der normalen Zellfunktion kann 4 bis 12 Stunden dauern. Dabei spielen Körpergröße, Wassertemperatur, Wasserhärte und pH-Wert sowie die Verfügbarkeit von Sauerstoff eine wichtige Rolle.

Körpergröße: Es besteht eine positive Korrelation zwischen dem anaeroben Energiestoffwechsel und dem Energiebedarf. Größere Fische benötigen also mehr Energie für schnelles Schwimmen. Dies führt zu einem höheren Energieverbrauch und einer längeren Erholungszeit.

Wassertemperatur: Die Ausscheidung von Laktat und anderen Metaboliten wird stark von der Wassertemperatur beeinflusst. Größere Temperaturänderungen beeinflussen die Fähigkeit der Fische zur Wiederherstellung der Energiespeicher erheblich. Es ist daher wichtig, große Temperaturänderungen zu vermeiden, die die Energieerholungsfähigkeit verringern.

Wasserhärte: Eine Verringerung der Wasserhärte hat einen wichtigen Einfluss auf den Stoffwechsel und das Säure-Basen-Gleichgewicht des Blutes. Die meisten Studien befassen sich mit dem Einfluss auf Meeresarten, und es ist nicht vollständig geklärt, ob diese Ergebnisse auf Süßwasserfische übertragbar sind. Wenn Süßwasserfische gestresst sind, dringt Wasser durch die Zellmembranen, hauptsächlich der Kiemen, und das Blut wird dünner. Diese Blutverdünnung erhöht die Anforderungen an die Aufrechterhaltung des Salzhaushalts im Körper, d.h. die Aufrechterhaltung des osmotischen Gleichgewichts. Mehr dazu erfahren Sie unten.

pH-Wert des Wassers: In einer sauren Umgebung sind die Fische in der Lage, Energie schneller wiederherzustellen. Ein höherer pH-Wert verlangsamt diesen Prozess erheblich, was für Arten, die einen höheren pH-Wert benötigen, wie z.B. afrikanische Cichliden aus den Seen Malawi und Tanganyika, riskant ist.

Regulation des osmotischen Drucks – Aufrechterhaltung des Salzhaushalts bei gestressten Fischen

Die Regulation des Salzgehalts ist lebenswichtig. Struktur und Funktion der Zelle stehen in engem Zusammenhang mit dem Wasser und den darin gelösten Substanzen. Der Fisch verwendet beträchtliche Energie zur Kontrolle der Zusammensetzung der intrazellulären und extrazellulären Flüssigkeiten. Bei Fischen verbraucht diese Osmoregulation etwa 25-50% des gesamten metabolischen Aufwands, was wahrscheinlich am höchsten unter den Tieren ist. Der Mechanismus, den Fische zur Aufrechterhaltung des Salzhaushalts nutzen, ist sehr kompliziert und extrem energieabhängig. Da die Effizienz des anaeroben Energiestoffwechsels nur etwa 1/10 des Energiestoffwechsels in einer sauerstoffreichen Umgebung beträgt, kann der Energiebedarf für die Osmoregulation der Gewebe nicht allein durch den anaeroben Energiestoffwechsel gedeckt werden. Ein schneller Abfall des ATP-Spiegels in der Zelle verlangsamt bis hin zur Unterbrechung die Funktion der zellulären Ionenpumpen, die den Salztransport durch die Zellmembran regulieren. Die Unterbrechung der Ionenpumpenfunktion führt zu einem Ungleichgewicht der Ionen in der Zelle und birgt das Risiko des Zelltodes und des Todes des Fisches.

Süßwasser- und Meeresfische stehen ständig vor der Notwendigkeit der Ionen- und Osmoregulation. Süßwasserfische, deren Ionenkonzentration in den Geweben viel höher ist als im Wasser, müssen die Aufnahme und den Verlust von Wasser durch die durchlässigen Epithelgewebe und den Urin regulieren. Diese Fische produzieren große Mengen an Urin, der etwa 20% des Körpergewichts pro Tag ausmacht. Die Nieren der Fische sind sehr effizient bei der Entfernung von Wasser aus dem Körper und ebenso effizient bei der Zurückhaltung von Salzen im Körper. Während nur sehr kleine Mengen Salz in den Urin gelangen, erfolgt der Großteil der Osmoregulation durch die Kiemen. Natrium ist das Hauption der Gewebe. Der Transport von Natrium durch die Zellmembran ist stark energieabhängig und wird durch das Enzym Na/K-ATPase ermöglicht. Dieses Enzym befindet sich in der Zellmembran und nutzt die von ATP bereitgestellte Energie, um Natrium in eine Richtung durch die

Membran zu transportieren und gleichzeitig Kalium in die entgegengesetzte Richtung zu pumpen. Das durch die Spaltung von ATP freigesetzte Phosphat wird direkt auf das Enzym übertragen. Das Phosphorylieren und Dephosphorylieren des Enzyms ermöglicht den Natrium- und Kaliumionen den Transport durch die Zellmembran.

Der Fang und die Haltung von Fischen in einem Behälter erschöpft die Energiespeicher des Fisches, die für die Aufrechterhaltung des Salzhaushalts erforderlich sind. Solche Fische sind anfälliger für Infektionen, da das Immunsystem bei gestressten und erschöpften Fischen ebenfalls beeinträchtigt ist. Aus diesen Gründen ist es wichtig, gefangene Fische in Becken mit ausreichender Sauerstoffversorgung und optimalen Wasserparametern zu halten, um ihre Energiereserven und ihre Gesundheit zu erhalten.


Cech, J.J. Jr., Castleberry, D.T., Hopkins, T.E. 1994. Temperature and CO2 effects on blood O2 equilibria in squawfish, Ptychocheilus oregonensis. In: Can. J. Fish. Aquat. Sci., 51, 1994, 13-19.
Cech, J.J. Jr., Castleberry, D.T., Hopkins, T.E., Petersen, J.H. 1994. Northern squawfish, Ptychocheilus oregonensis, O2 consumption and respiration model: effects of temperature and body size. In: Can. J. Fish. Aquat. Sci., 51, 1994, 8-12.
Crocker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1998. Effects of hypercapnia on blood-gas and acid-base status in the white sturgeon, Acipenser transmontanus. In: J. Comp. Physiol., B168, 1998, 50-60.
Crocker, C.E., Cech, J.J. Jr. 1997. Effects of environmental hypoxia on oxygen consumption rate and swimming activity in juvenile white sturgeon, Acipenser transmontanus, in relation to temperature and life intervals. In: Env. Biol. Fish., 50, 1997, 383-389.
Crocker, C.E., Farrell, A.P., Gamperl, A.K., Cech, J.J. Jr. 2000. Cardiorespiratory responses of white sturgeon to environmental hypercapnia. In: Amer. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 279, 2000, 617-628.
Ferguson, R.A, Kieffer, J.D., Tufts, B.L. 1993. The effects of body size on the acid-base and metabolic status in the white muscle of rainbow trout before and after exhaustive exercise. In: J. Exp. Biol., 180, 1993, 195-207.
Hylland, P., Nilsson, G.E., Johansson, D. 1995. Anoxic brain failure in an ectothermic vertebrate: release of amino acids and K+ in rainbow trout thalamus. In: Am. J. Physiol., 269, 1995, 1077-1084.
Kieffer, J.D., Currie, S., Tufts, B.L. 1994. Effects of environmental temperature on the metabolic and acid-base responses on rainbow trout to exhaustive exercise. In: J. Exp. Biol., 194, 1994, 299-317.
Krumschnabel, G., Schwarzbaum, P.J., Lisch, J., Biasi, C., Weiser, W. 2000. Oxygen-dependent energetics of anoxia-intolerant hepatocytes. In: J. Mol. Biol., 203, 2000, 951-959.
Laiz-Carrion, R., Sangiao-Alvarellos, S., Guzman, J.M., , M.P., Miguez, J.M., Soengas, J.L., Mancera, J.M. 2002. Energy metabolism in fish tissues relaed to osmoregulation and cortisol action: Fish growth and metabolism. Environmental, nutritional and hormonal regulation. In: Fish Physiol. Biochem., 27, 2002, 179-188.
MacCormack, T.J., Driedzic, W.R. 2002. Mitochondrial ATP-sensitive K+ channels influence force development and anoxic contractility in a flatfish, yellowtail flounder Limanda ferruginea, but not Atlantic cod Gadus morhua heart. In: J. Exp. Biol., 205, 2002, 1411-1418.
Manzon, L.A. 2002. The role of prolactin in fish osmoregulation: a review. In: : Gen. Compar. Endocrin., 125, 2002, 291-310.
Milligan, C.L. 1996. Metabolic recovery from exhaustive exercise in rainbow trout: Review. In: Comp. Biochem. Physiol.,113A, 1996, 51-60.
Morgan, J.D., Iwama, G.K. 1999. Energy cost of NaCl transport in isolated gills of cutthroat trout. In: Am. J. Physiol., 277, 1999, 631-639.
Nilsson, G.E., Perez-Pinzon, M., Dimberg, K., Winberg, S. 1993. Brain sensitivity to anoxia in fish as reflected by changes in extracellular potassium-ion activity. In: Am. J. Physiol., 264, 1993, 250-253.

Akvaristika

Akvakluby vo svete

Hits: 17359

Kluby na Slovensku

Kluby v Čechách

Pravdepodobne zaniknuté kluby :

  • Akva Tera – Jihlava
  • Akvacentrum – Spolek přátel mořské akvaristiky
  • Akvaristické Blansko
  • Akvaristické Jilemnicko
  • Akvaristické Jesenicko
  • Akvaristický odbor Liberec
  • Akvaristický spolek Lovosice
  • Klub chovatelů duhovek při AKVA.cz
  • Spolek akvaristů Otrokovice
  • Spolek nymburských akvaristů

Kluby v Nemecku

  • DKG – Deutsche Killifisch Gemeinschaft
  • GCH – Gyuppyclub Halle/Saale e.V, Klaus Rzegotta, Cosse 1, 07548 Gera, Deutschland
  • VDA – Arbeitskries Lebendgebärende Aquarienfische
  • DKG – Deutsche Killifische Gemeinschaft

Kluby vo svete


IKGH – medzinárodná organizácia združujúca priateľov

Vedenie:

Členovia:

Príroda, Živočíchy, Ryby, Akvaristika, Organizmy, Fotografie

Malý atlas rýb

Hits: 71436

V atlase rýb je 414 druhov a foriem


In the fish atlas, there are 414 species and forms.


Im Fischatlas gibt es 414 Arten und Formen.

A (54)

  1. Acanthicus adonis
  2. Aequidens pulcher
  3. Allotoca dugesi
  4. Allotoca goslinei
  5. Altolamprologus calvus
  6. Altolamprologus calvus Black Pearl White
  7. Altolamprologus calvus Black Pectoral
  8. Altolamprologus calvus Chaitika
  9. Altolamprologus compressiceps
  10. Anabas testudineus
  11. Amantitlania nigrofasciata
  12. Amatitlania sajica
  13. Ameca splendens
  14. Ancistrus cf. cirrhosus
  15. Ancistrus cf. cirrhosus Albino
  16. Ancistrus sp. Gold Long Fin
  17. Ancistrus sp. L213
  18. Aphyocharax paraguayensis
  19. Aphyosemion australe
  20. Aphyosemion poliaki
  21. Apistogramma agassizii
  22. Apistogramma cacatuoides
  23. Apistogramma hongsloi
  24. Apistogramma macmasteri
  25. Apistogramma nijsseni
  26. Apistogramma trifasciata
  27. Apistogramma viejita
  28. Aplocheilus lineatus gold
  29. Apteronotus albifrons
  30. Archocentrus multispinosus
  31. Archocentrus spilurus
  32. Aristochromis christyi
  33. Astyanax fasciatus
  34. Astronotus ocellatus
  35. Astronotus ocellatus Red Oscar
  36. Ataeniobius toweri
  37. Aulonocara jacobfreibergi
  38. Aulonocara jacobfreibergi Eureka
  39. Aulonocara jacobfreibergi New Blue Orchid
  40. Aulonocara maleri
  41. Aulonocara maleri maleri
  42. Aulonocara mamelea
  43. Aulonocara maulana
  44. Aulonocara maylandi maylandi
  45. Aulonocara sp. Fire Fish
  46. Aulonocara sp. Fire Fish Iceberg
  47. Aulonocara sp. Lwanda
  48. Aulonocara sp. marmelade OB
  49. Aulonocara sp. Mbenji
  50. Aulonocara steveni Hongi
  51. Aulonocara stuartgranti
  52. Aulonocara stuartgranti Chilumba
  53. Aulonocara stuartgranti Ngara
  54. Aulonocara stuartgranti Rubin Red

B (15)

  1. Barbus semifasciolatus
  2. Barbus tetrazona
  3. Barbus tetrazona albino
  4. Belontia signata
  5. Belonesox belizanus
  6. Betta albimarginata
  7. Betta enisae
  8. Betta pugnax
  9. Betta sp. Mahachai
  10. Betta splendens
  11. Boraras maculatus
  12. Boraras urophthalmoides
  13. Botia lohachata
  14. Brachyraphis roseni
  15. Brochis splendens

C (50)

  1. Callochromis macrops
  2. Callochromis melanostigma
  3. Carassius auratus
  4. Carinotetraodon travancoricus
  5. Celestichthys margaritatus
  6. Channa gachua
  7. Cichlasoma grammodes
  8. Cichlasoma festae
  9. Cichlasoma octofasciatum
  10. Cleithracara maronii
  11. Colisa labiosa
  12. Copadichromis azureus
  13. Copadichromis borleyi
  14. Copadichromis borleyi Kadango Red Fin
  15. Copadichromis maculatus
  16. Copadichromis mloto
  17. Copadichromis pleurostigma
  18. Copella arnoldi
  19. Corydoras aeneus
  20. Corydoras arcuatus
  21. Corydoras eques
  22. Corydoras julli
  23. Corydoras olgae
  24. Corydoras paleatus
  25. Corydoras paleatus Albino
  26. Corydoras panda
  27. Corydoras pygmaeus
  28. Corydoras sp. Albin
  29. Corydoras sp. „Venezuela Gold Stripe“
  30. Corydoras sterbai
  31. Crossocheilus siamensis
  32. Cryptoheros nigrofasciatus
  33. Cryptoheros sajica
  34. Cryptoheros spilurus
  35. Ctenochromis horei
  36. Ctenolucius hujeta
  37. Ctenopoma acutirostre
  38. Cynotilapia pulpican
  39. Cyphotilapia gibberosa
  40. Cyphotilapia gibberosa Bangwe
  41. Cyphotilapia gibberosa Burundi
  42. Cyprichromis leptosoma
  43. Cyprichromis leptosoma Jumbo Yellow Kekese
  44. Cyprichromis leptosoma Malasa
  45. Cyprichromis leptosoma Molire
  46. Cyprichromis leptosoma Mpulungu
  47. Cyprichromis leptosoma Tricolor
  48. Cyprichromis sp. leptosoma „Jumbo Kitumba“
  49. Cyprichromis nigripinnis
  50. Cyrtocara moorii

D (10)

  1. Danio frankei GM
  2. Danio rerio GM
  3. Dermogenys pusillus
  4. Devario sondhii
  5. Dianema urostriata
  6. Dicrossus filamentosus
  7. Dicrossus maculatus
  8. Dimidiochromis compressiceps
  9. Distichodus affinis
  10. Distichodus sexfasciatus

E (7)

  1. Enantiopus melanogenys Sambia
  2. Enneacampus ansorgii
  3. Enneacanthus gloriosus
  4. Enneacanthus chaetodon
  5. Epiplatys annulatus
  6. Eretmodus cyanosticus Mabilibili
  7. Exodon paradoxus

F (2)

  1. Fundulopanchax gardneri
  2. Fundulopanchax sjoestedti Dark Form

G (10)

  1. Gambusia affinis
  2. Garra rufa
  3. Geophagus brasiliensis
  4. Girardinichthys multiradiatus
  5. Girardinus falcatus
  6. Girardinus metallicus
  7. Girardinus metallicus Yellow
  8. Girardinus metallicus Black
  9. Gymnocorymbus ternetzi
  10. Gyrinocheilus aymonieri

H (23)

  1. Haplochromis CH44
  2. Haplochromis kribensis
  3. Helostoma teminckii
  4. Heterandria formosa
  5. Hemichromis bimaculatus
  6. Hemichromis lifalili
  7. Hemigrammus anisitsi
  8. Hemigrammus bleheri
  9. Hemigrammus erythrozonus
  10. Hemigrammus rhodostomus
  11. Hemirhamphodon pogonognathus
  12. Herichthys cyanoguttatus
  13. Heros severus
  14. Heros sp. Gold
  15. Herotilapia multispinosa
  16. Hyphessobrycon amandae
  17. Hyphessobrycon bentosi
  18. Hyphessobrycon callistus
  19. Hyphessobrycon columbianus
  20. Hyphessobrycon erythrostigma
  21. Hyphessobrycon herbertaxelrodi
  22. Hyphessobrycon sweglesi
  23. Hypselecara temporale

CH (5)

  1. Chalinochromis bifrenatus
  2. Chalinochromis ndhoboi
  3. Chapalichthys pardalis
  4. Chapalichthys peraticus
  5. Characodon audax

I (1)

  1. Ilyodon whitei

J (5)

  1. Julidochromis marlieri
  2. Julidochromis ornatus
  3. Julidochromis regani
  4. Julidochromis regani Chisanse
  5. Julidochromis transcriptus

L (21)

  1. Labeotropheus trewavasae
  2. Labeotropheus trewavasae Rosa
  3. Labeotropheus trewavasae Marmalade Cat
  4. Labidochromis caeruleus
  5. Labidochromis sp. hongi
  6. Lamprologus multifasciatus
  7. Lamprologus ornatipinnis
  8. Lamprologus ocellatus Gold
  9. Lamprologus speciosus
  10. Lepidiolamprologus nkambae
  11. Leporacanthicus joselimae L264
  12. Leporinus fasciatus
  13. Lethrinops mbasi
  14. Lichnochromis acuticeps
  15. Limia dominicensis
  16. Limia melanogaster
  17. Limia nigrofasciata
  18. Limia tridens
  19. Liosomadoras oncinus
  20. Loricaria parnahybae
  21. Loricaria simillima

M (28)

  1. Macropodus concolor
  2. Macropodus erythropterus
  3. Macropodus opercularis
  4. Macropodus opercularis Albino
  5. Maylandia crabro
  6. Maylandia crabro Nakatenga Yellow
  7. Maylandia estherae
  8. Maylandia estherae o morph
  9. Maylandia estherae Marmalade Cat
  10. Maylandia lombardoi
  11. Melanochromis auratus
  12. Melanochromis cyaneorhabdos = Melanochromis cf. maingano
  13. Melanochromis parallelus
  14. Melanotaenia boesemani 
  15. Melanotaenia lacustris
  16. Melanotaenia maccullochi
  17. Melanotaenia parkinsoni
  18. Melanotaenia praecox
  19. Melanotaenia splendida inornata Blyth River
  20. Melanotaenia trifacsiata
  21. Melanotaenia trifasciata Markus Creek
  22. Mesonauta festivus
  23. Microgeophagus ramirezi
  24. Microgeophagus ramirezi Electric Blue
  25. Micropoecilia bifurca
  26. Micropoecilia bifurca „El Salto“
  27. Micropoecilia parae Red Tiger
  28. Micropoecilia picta „Red“

N (20)

  1. Nandopsis tetracanthus
  2. Nannacara anomala
  3. Nannacara taenia
  4. Nannostomus eques
  5. Nannostomus marginatus
  6. Nannostomus mortenthaleri
  7. Nematobrycon lacortei
  8. Nematobrycon palmeri
  9. Neoheterandria elegans
  10. Neolamprologus brichardi
  11. Neolamprologus buescheri
  12. Neolamprologus falcicula Cygnus
  13. Neolamprologus leleupi
  14. Neolamprologus tretocephalus
  15. Nimbochromis linni
  16. Nimbochromis livingstoni
  17. Nimbochromis venustus
  18. Nomorhamphus liemi liemi
  19. Nomorhamphus rex
  20. Nothobranchius guentheri

O (2)

  1. Ophthalmotilapia ventralis
  2. Oreochromis mozambicus

P (59)

  1. Paracyprichormis nigripinnis
  2. Paracheirodon axelrodi
  3. Paracheirodon axelrodi Gold Albino
  4. Paracheirodon innesi
  5. Paracheirodon simulans
  6. Parachromis loisellei
  7. Parachromis managuensis
  8. Peckoltia L 134
  9. Pelvicachromis pulcher
  10. Petenia splendida
  11. Phallichthys quadripunctatus
  12. Phallichthys tico
  13. Phalloceros caudimaculatus
  14. Phalloceros caudimaculatus reticulatus
  15. Phenacogrammus interruptus
  16. Placidochromis electra
  17. Placidochromis milomo
  18. Placidochromis phenochilus Lupingo
  19. Poecilia caucana
  20. Poecilia reticulata
  21. La Playo
  22. Poecilia reticulata Savage
  23. Poecilia sphenops
  24. Poecilia velifera
  25. Poecilia wingei
  26. Poecilia wingei Blue
  27. Poeciliopsis gracilis
  28. Poeciliopsis prolifica
  29. Priapella intermedia
  30. Prionobrama filigera
  31. Pseudocrenilabrus nicholsi
  32. Pseudocrenilabrus philander dispersus
  33. Pseudomugil furcatus
  34. Pseudomugil gertrudae
  35. Pseudomugil signifer
  36. Pseudoplatystoma fasciatum
  37. Pseudosphronemus dayi
  38. Pseudosphronemus dayi sp. burma
  39. Pseudotropheus acei
  40. Pseudotropheus camaleo
  41. Pseudotropheus demasoni
  42. Pseudotropheus elongatus
  43. Pseudotropheus elongatus Mpanga
  44. Pseudotropheus fainzilberi
  45. Pseudotropheus polit
  46. Pseudotropheus saulosi
  47. Pseudotropheus socolofi
  48. Pseudotropheus socolofi albino
  49. Pseudotropheus williamsi
  50. Pseudotropheus williamsi Blue Lips
  51. Pterophyllum altum
  52. Pterophyllum scalare
  53. Pterophyllum scalarae Peru Altum
  54. Puntius conchonius
  55. Puntius pentazona
  56. Puntius semifasciolatus
  57. Puntius tetrazona Green
  58. Puntius titteya
  59. Pygocentrus nattereri

R (4)

  1. Rasbora borapetensis
  2. Rasbora heteromorpha
  3. Renova oscari
  4. Rocio octofasciata

S (15)

  1. Sciaenochromis fryeri
  2. Sciaenochromis fryeri Iceberg
  3. Scleromystax barbatus
  4. Scolichthys greenwayi
  5. Sicydium salvini
  6. Skiffia francesae
  7. Skiffia multipunctata
  8. Sturisoma nigrirostrum
  9. Symphysodon aequifasciatus
  10. Symphysodon aequifasciatus Malboro Red
  11. Syncrossus hymenophysa
  12. Synodontis eupterus
  13. Synodontis ocellifer
  14. Synodontis schoutedeni
  15. Synodontis velifer

T (33)

  1. Tateurndina ocellicauda
  2. Tetraodon schoutedeni
  3. Thayeria boehlkei
  4. Thorichthys aureus
  5. Thorichthys ellioti
  6. Thorichthys meeki
  7. Thoracochromis brauschi
  8. Tilapia buttikoferi
  9. Trichogaster leerii
  10. Trichogaster trichopterus
  11. Trichogaster trichopterus Gold
  12. Trichogaster trichopterus sumatranus
  13. Trichopsis schalleri
  14. Trichopsis vittata
  15. Tropheops sp. Chilumba
  16. Tropheus brichardi Malagarasi
  17. Tropheus duboisi
  18. Tropheus duboisi Maswa
  19. Tropheus moorii
  20. Tropheus moorii Golden Kazumba
  21. Tropheus moorii Chimba
  22. Tropheus moorii Kasanga
  23. Tropheus moorii Katoto Red Dorsal
  24. Tropheus moorii Katoto Red Dorsal wild form
  25. Tropheus moorii Moliro
  26. Tropheus moorii Moliro Red
  27. Tropheus moorii Mpulungu
  28. Tropheus moorii Murago
  29. Tropheus moorii Murago wild form
  30. Tropheus moorii Ndole
  31. Tropheus moorii Ndole Red
  32. Tropheus sp. black Bemba
  33. Tropheus sp. Ikola

U (1)

  1. Uaru amphiacanthoides

V (6)

  1. Valencia letourneuxi pinios
  2. Vieja bifasciata
  3. Vieja maculicauda
  4. Vieja melanura
  5. Vieja synspila
  6. Vieja zonata

X (24)

  1. Xenentodon cancila
  2. Xenotilapia ornatipinnis
  3. Xenoophorus captivus
  4. Xenophallus umbratilis
  5. Xenotaca eiseni
  6. Xenotaca eiseni San Marco
  7. Xenotaca variata
  8. Xenotaenia resolanae
  9. Xiphophorus andersi
  10. Xiphophorus birchmanni
  11. Xiphophorus continens
  12. Xiphophorus cortezi
  13. Xiphophorus couchianus
  14. Xiphophorus evelynae
  15. Xiphophorus helleri
  16. Xiphophorus helleri Albino
  17. Xiphophorus montezumae
  18. Xiphophorus maculatus
  19. Xiphophorus malinche
  20. Xiphophorus nezahualcoyotl
  21. Xiphophorus pygmaeus
  22. Xiphophorus signum
  23. Xiphophorus variatus
  24. Xiphophorus sp. „Guatemala“

Z

TOP rýb (aj mimo atlasových)

Atlas foto

Príroda, Rastliny, Organizmy, Fotografie

Fata Morgana – expozícia Botanickej záhrady

Hits: 8030

Fata Morgana je expozícia Botanickej hlavného mesta Praha.

Botanická záhrada hlavného mesta bola založená v roku 1969. Je miestom pre pestovanie rastlín, odpočinku, poučenia, zábavy a potešenia. Rastie tu 15 000 druhov stromov a kvetín (botanicka.cz). K najvýznamnejším zbierkam Botanickej záhrady cibuľoviny, predovšetkým zo Stredomoria, Turecka a Číny. Významná je zbierka stálozelených listnatých drevín. Ojedinelá je kolekcia tamarišiek a iných púštnych drevín Strednej Ázie a západnej Číny. Cenné sú zbierky Nepenthaceae, paliem a cykasov (Pavel Sekerka).

Po roku 1984 bola založená zbierka bonsajov. V roku 1997 vznikla japonská záhrada, vresovisko, expozícia flóry Turecka a Stredomoria a kolekcia kosatcov. Po roku 1996 sa začala pripravovať výstavba tropických skleníkov – Fata Morgana bola kolaudovaná až v roku 2003. Od roku 2004 je zriadená vinica. Expozícia výroby vína bola vybudovaná v roku 2009. Od roku 2011 sa roztrieštené plochy botanickej záhrady spojili v jeden 25 hektárový celok. Súčasťou záhrady je tzv. Ornamentálna záhrada, Stráň – fragmenty pôvodných stepných spoločenstiev pre Tróju. Pivonkova lúka a kolekciou magnólií. Stálozelené a tieňomilné trvalky (hajničky) – podrastu listnatých lesov Európy, Ázie a Ameriky. Severoamerická polopúšť – kaktusy a sukulenty, trvalky a ihličnany, predovšetkým opuncie a juky. Mokraď a jazero je časť, kde sa rozmnožujú žaby a rastú tu vodné, bahenné a mäsožravé rastliny. Ďalšími expozíciami sú Lesné východnej Ázie a Lesné biotopy Severnej Ameriky (botanicka.cz).


Fata Morgana is an exhibition within the Botanical Garden of the capital city of Prague.

The Botanical Garden of the capital city of Prague was established in 1969. It serves as a place for the cultivation of plants, relaxation, education, entertainment, and enjoyment. There are 15,000 species of trees and flowers growing here (botanicka.cz). Among the most significant collections of the Botanical Garden are bulbous plants, especially from the Mediterranean, Turkey, and China. The collection of evergreen deciduous woody plants is notable. There is a unique collection of tamarisks and other desert plants from Central Asia and western China. Valuable collections include Nepenthaceae, palms, and cycads (Pavel Sekerka).

After 1984, a collection of bonsai trees was established. In 1997, a Japanese garden, heathland, an exhibition of the flora of Turkey and the Mediterranean, and a collection of irises were created. After 1996, the construction of tropical greenhouses began – Fata Morgana was not completed until 2003. Since 2004, a vineyard has been established. The wine production exhibition was built in 2009. Since 2011, the scattered areas of the botanical garden have been connected into one 25-hectare unit. Part of the garden is the so-called Ornamental Garden, Slope – fragments of original steppe communities for Troja, Peony Meadow, and a collection of magnolias. Evergreen trees and shade-loving perennials (woodland plants) – undergrowth of deciduous forests of Europe, Asia, and America. North American semi-desert – cacti and succulents, perennials, and conifers, especially opuntias and yuccas. The marsh and lake are areas where frogs breed, and water, marsh, and carnivorous plants grow. Other exhibitions include Forest Biotopes of Eastern Asia and Forest Biotopes of North America (botanicka.cz).


Fata Morgana ist eine Ausstellung im Botanischen Garten der Hauptstadt Prag.

Der Botanische Garten der Hauptstadt Prag wurde 1969 gegründet. Er dient als Ort für die Kultivierung von Pflanzen, Erholung, Bildung, Unterhaltung und Freude. Hier wachsen 15.000 Arten von Bäumen und Blumen (botanicka.cz). Zu den bedeutendsten Sammlungen des Botanischen Gartens gehören Zwiebelpflanzen, insbesondere aus dem Mittelmeerraum, der Türkei und China. Die Sammlung immergrüner Laubholzpflanzen ist bemerkenswert. Es gibt eine einzigartige Sammlung von Tamarisken und anderen Wüstenpflanzen aus Zentralasien und Westchina. Wertvolle Sammlungen umfassen Nepenthaceae, Palmen und Zykaden (Pavel Sekerka).

Nach 1984 wurde eine Sammlung von Bonsaibäumen angelegt. 1997 entstanden ein japanischer Garten, Heideflächen, eine Ausstellung zur Flora der Türkei und des Mittelmeers sowie eine Sammlung von Schwertlilien. Nach 1996 begann der Bau tropischer Gewächshäuser – Fata Morgana wurde erst 2003 fertiggestellt. Seit 2004 gibt es einen Weinberg. Die Ausstellung zur Weinherstellung wurde 2009 gebaut. Seit 2011 wurden die verstreuten Flächen des Botanischen Gartens zu einer 25 Hektar großen Einheit verbunden. Ein Teil des Gartens ist der sogenannte Ornamentalgarten, der Hang – Fragmente von ursprünglichen Steppengemeinschaften für Troja, Pfingstwiesen und eine Magnoliensammlung. Immergrüne Bäume und schattenliebende Stauden (Unterwuchs von Laubwäldern Europas, Asiens und Amerikas). Nordamerikanische Halbwüste – Kakteen und Sukkulenten, Stauden und Nadelbäume, insbesondere Feigenkakteen und Yuccas. Das Sumpfgebiet und der See sind Bereiche, in denen Frösche brüten und Wasserpflanzen, Moorpflanzen und fleischfressende Pflanzen wachsen. Weitere Ausstellungen umfassen Waldlebensräume Ostasiens und Waldlebensräume Nordamerikas (botanicka.cz).